1 METODOS DE CONTROL
1.1 Ensayos Fisicoquímicos
1.1.1
pH
Se determina potenciométricamente con electrodo de vidrio.
a) A 100 ml de muestra agregar 0,30 ml de Solución saturada
de Cloruro de Potasio pro-análisis.
b) Medir el pH sobre ésta solución.
1.1.2 Dureza
Se determina mediante Método Complejométrico,
empleando el kit de Merck KgaA, Aquamerck 8039.
a)
Lavar varias veces
el recipiente de ensayo con el agua a examinar y llenarlo hasta el borde
superior de enrase de 5 ml.
b)
Añadir 3 gotas de la
Solución indicadora y agitar. En presencia de dureza, la muestra se colorea de
rojo.
c)
Colocar la pipeta de
valoración, sin enroscar, y tirando lentamente del embolo, llenar con la
Solución Valorante hasta que el borde, hasta que el borde inferior de la junta
negra del embolo coincida con la señal de 0° de la escala.
d)
Sacar la pipeta de
valoración y escurrir brevemente rozando la punta del gotero. Añadir luego la
Solución Valorante gota a gota a la muestra de agua preparada hasta que el
color de la muestra vire de rojo a verde pasando por violeta grisáceo antes de
virar. Agitar el recipiente de ensayo durante el agregado de titulante.
e)
Leer la dureza total
en mmol/L en la escala correspondiente de la pipeta de valoración y calcular la
dureza como Carbonato de Calcio con la siguiente
formula:
Dureza total (mg/L)= Dureza total (mmol/L) x 100
f)
Retornar el
titulante remanente al frasco de reactivo y enroscar la pipeta de valoración en
el frasco de reactivos. Guardar el frasco de reactivo con la pipeta de
valoración enroscada en el hueco correspondiente de la caja de kit.
1.1.3 Residuo a 105°C
a) En un vaso de precipitado de 250 ml previamente
tarado, evaporar 100 ml de muestra hasta sequedad.
c)
Colocar el vaso en
estufa a 105°C durante 1 (una) hora.
d)
Dejar enfriar a
temperatura ambiente en un desecador y pesar.
1.1.4 Hierro
a) Solución Standard de Hierro:
·
Disolver 43.2 mg de
Sulfato Amonicoférrico [FeNH4(SO4)2.12H2O] en agua.
·
Acidificar con 10 ml
de Acido Sulfúrico.
·
Llevar a 100 ml con
agua destilada.
·
Homogeneizar.
·
Pipetear 1.00 ml de
esta Solución a un matraz aforado de 1L.
·
Acidificar con 10 ml
de Acido Sulfúrico.
·
Llevar a volumen con
agua.
·
Homogeneizar (esta
Solución contiene 0.05 mg/L de hierro).
b) Solución de Tiocianato de amonio:
·
Disolver 30 g de
Tiocianato de Amonio en 100 ml de agua.
c) Procedimiento:
Referencia: Colocar
50 ml de Solución standard de hierro en un tubo de Nessler grande.
Muestra: Colocar 50 ml de muestra en un tubo de Nessler grande
Agregar a cada tubo 2 ml de Acido Clorhídrico,
50 mg de Peroxidisulfato de Amonio, 3 ml de Tiocianato de Amonio al 30 % y
agitar hasta completa disolución.
Comparar las coloraciones producidas mirando
perpendicularmente sobre fondo blanco.
La muestra satisface el ensayo si la coloración
del tubo muestra es menor que la del tubo referencia. Si la muestra no
satisface el ensayo, preparar dos tubos de Nessler rotulados Muestra 0.1 y
Muestra 0.3. Agregar al primero 25 ml de muestra y 25 ml de agua destilada.
Agregar al segundo 8.3 ml de la muestra y 41.7 ml de agua destilada. Repetir el
ensayo con estos dos tubos. La muestra satisface el límite de 0.1 mg/L si la
coloración en el tubo Muestra 0.1 es menor que la del tubo referencia y
satisface el límite de 0.3 mg/L si la coloración en el tubo Muestra 0.3 es
menor que la del tubo referencia. Indicar el resultado en el protocolo
correspondiente.
1.1.5 Amoníaco
Se determina mediante el Método de Nessler, empleando el kit
de Merck KgaA, Aquaquant 14400.
a) Orientar la caja contenedora rectangular del
kit de modo que los tubos para muestra queden a la izquierda.
b) La temperatura de la muestra deberá estar entre
15 y 25°C.
c) Llenar ambos tubos con la muestra de agua.
d) Añadir los reactivos únicamente al tubo
interior, es decir, al que se encuentra próximo al operador, en el siguiente
orden:
-Reactivo [NH4-1A]:
añadir 5 gotas y mezclar.
-Reactivo [NH4-2A]:
añadir 5 gotas y mezclar.
-Reactivo [NH4-3A]:
añadir 5 gotas y mezclar.
e) Leer entre los 3 y los 90 minutos.
f) Introducir la escala de comparación en la ranura del fondo de la
caja por el extremo de los círculos amarillos desde la derecha y correrla para
que salga por la izquierda, hasta que el color de la muestra tratada coincida
con el circulo de color por debajo del blanco.
g) Leer el resultado en la parte de la escala que sobresale a la
derecha de la caja.
Nota: Las muestras
tratadas contienen Mercurio y deben descartarse en el bidón de solventes a
incinerar.
1.1.6 Metales pesados
a) Solución de Tioacetamida:
·
Adicionar 10 ml de
la mezcla de 15 ml de Hidróxido de Sodio 1N, 5 ml de agua destilada y 20 ml de
Glicerina a 4 ml de Solución de Tioacetamida al 4% en agua destilada.
·
Calentar en baño de
agua durante 20 segundos.
·
Enfriar y usar
inmediatamente.
b) Solución buffer de pH 3.5:
·
Disolver 25 g de
Acetato de Amonio en 25 ml de agua destilada
·
Adicionar 38 ml de
Acido Clorhídrico 7N (59.5 ml de Acido Clorhídrico concentrado en 500 ml de
agua destilada).
·
Ajustar el pH si
fuera necesario, con Amoníaco o con Ácido Clorhídrico.
·
Llevar a 100 ml con
agua destilada.
c) Solución stock de Nitrato de Plomo:
·
Disolver 159.8 mg de
Nitrato de Plomo en 100 ml de agua acidificada con 1 ml de Acido Nítrico.
·
Diluir a 1 L con
agua destilada.
·
Homogeneizar.
·
Guardar en frasco de
vidrio.
d) Solución standard de Plomo: preparar inmediatamente a su
utilización,
·
Diluir 10.0 ml de la
Solución stock de Nitrato de Plomo con agua destilada a 100 ml en un matraz
aforado.
·
Cada ml de esta
Solución standard de Plomo contiene 10 µg de Plomo.
e) Standard de comparacion:
·
Pipetear 1.0 ml de
Solución standard de Plomo a un tubo de Nessler de 100 ml.
·
Llevar a volumen con
agua destilada.
·
Adicionar 5 ml de
buffer pH 3.5.
·
Homogeneizar.
f) Solución muestra:
·
Colocar 100 ml de
muestra en un tubo de Nessler de 100 ml.
·
Adicionar 5 ml de
buffer pH 3.5.
·
Homogeneizar.
g) Procedimiento:
·
Agregar a cada tubo
5 ml de Solución de Tioacetamida recientemente preparada.
·
Mezclar bien.
·
Dejar reposar
durante 2 minutos.
·
Comparar las
coloraciones desde arriba y sobre fondo blanco.
1.1.7 Sulfatos
a) Solución Standard de Sulfatos de 100 mg/L:
·
Pesar 335.4 mg de
Sulfato de Sodio Decahidratado pro analisis.
·
Transferir a un
matraz aforado de 1 L
·
Disolver y llevar a
volumen con agua destilada
·
Homogeneizar.
b) Procedimiento:
Referencia: Colocar
50 ml de Solución standard de sulfatos en un tubo de Nessler grande.
Muestra: Colocar 50 ml de muestra en un tubo de Nessler grande
Agregar a cada tubo 1 ml de Acido Clorhídrico
2N, y 3 ml de Cloruro de Bario al 12%. Mezclar bien y dejar en reposo durante
10 minutos. Comparar las turbiedades mirando desde arriba sobre fondo blanco.
La muestra satisface el ensayo si la turbidez
del tubo muestra es menor que la del tubo referencia.
1.1.8 Cloro libre
Se determina mediante el kit de Merck KgaA,
Aquamerck 14670.
a)
Procedimiento:
1)
Lavar el recipiente
de ensayo con el agua a examinar y llenarlo hasta la señal de enrase de 5 ml.
2)
Añadir 4 gotas de
reactivo y agitar ligeramente.
3)
Colocar el
recipiente de ensayo sobre la tarjeta de colores y hacer coincidir los colores.
1.2 Ensayos Microbiológicos
1.2.1 El
agua potable debe estar exenta de gérmenes patógenos. Pero en la práctica no se
recurre a esta investigación por las dificultades técnicas que ofrece. Sólo se
realiza el recuento de las bacterias
aerobias totales y de las bacterias
coliformes.
Las primeras dan una información general sobre el grado de
contaminación del agua y las segundas de la contaminación fecal.
1.2.1.1 Recuentos de Aerobios Totales
Filtrar 100 ml de muestra por filtro de 0.45
micrones. Se realizan 3 lavados con agua peptonada y se coloca la membrana en
agar casoy. Se incuban las placas durante 48 horas a 35 °C. El límite máximo
aceptable es de 100 UFC/ml.
1.2.1.2 Investigación de Bacterias Coliformes
La investigación de las coliformes incluyen la
detección, recuento e identificación de las mismas. Las bacterias coliformes
son las más utilizadas como indicadores de contaminación fecal por su
extraordinaria abundancia en las heces y la facilidad con que pueden ser
evidenciadas. Se admite que si un agua contiene bacterias de éste tipo se la
debe considerar como potencialmente peligrosa y tanto más cuanto mayor sea la
cantidad de éstos gérmenes.
Siendo habitantes normales del intestino del
hombre y de los animales su presencia siempre hace suponer la posibilidad que
gérmenes patógenos de eliminación intestinal pueden estar presentes.
Un agua de calidad óptima no debe contener
bacterias coliformes. Sin embargo tanto nuestras normas, como las de otros
países y las normas internacionales de la O.M.S. dan un margen de tolerancia,
que para nosotros es en N.M.P. de 2 bacterias coliformes por 100 ml en agua de
pozos semisurgentes y de 2,2 por 100 ml en aguas superficiales tratadas. Debe
presentar ausencia de Escherichia coli y Pseudomona Aeuriginosa en volúmenes de
100 ml de muestra.
a) MÉTODO DEV (*)
DE DETECCIÓN Y DETERMINACIÓN DEL NÚMERO DE BACTERIAS COLIFORMES
Este método se realiza por filtración en membrama.
a.1) Preparación del medio de cultivo:
·
Se utiliza medio DEV
agar-ENDO, catálogo Merck # 10684.
·
Disolver 58 g por
litro.
·
Autoclavar 15
minutos a 121 °C.
·
Si el color luego de
autoclavar es rojo muy oscuro, se puede remover el mismo agregando unas pocas
gotas (no más de 1 ml/l) de una Solución de Sulfito Sódico al 10%, preparada
recientemente, hirviendo luego el medio.
a.2) Preparación de las placas de Petri:
·
Se vierte el agar
fundido en placas de Petri.
·
El medio es de tono
rosado pálido.
·
Conservar las placas
en heladera, no más de una semana.
·
Si las mismas
presentan una intensificación apreciable del color rojo, deben descartarse.
a.3) Procedimiento:
·
Filtrar 100 ml de la
muestra por un filtro de 0,45 mm.
·
Realizar 3 lavados
con agua peptonada e incubar las placas de Petri 24 horas a 37 °C.
(*) Deutsche
Einheitsverfahren zur Wasser -, Abwasser - und Schlammuntersuchung. Verlag
Chemie GmbH, Weinheim/Bergstrabe, (1971).
a.4) Recuento:
Las bacterias coliformes forman colonias rojas,
de aspecto húmedo. En la mayoría de los casos, las colonias de E. coli poseen
además un brillo de fucsina, con reflejo metálico verdoso.
Si se obtuvieron colonias de bacterias
coliformes, efectuar la identificación de las mismas realizando pruebas
bioquímicas ó ensayos confirmatorios mediante el sistema de
identificación de enterobacterias API 20 E. Alternativamente, la investigación
de las bacterias coliformes puede efectuarse por el procedimiento de Wilson.
El esquema de trabajo es el siguiente (ver
ANEXO I):
Se siembran tubos con caldo de Mac Conkey (medio
lactosado y peptonado) y se incuba a 37 °C durante 48 horas. La presencia de bacterias
coliformes se reconoce por la formación de gas, debido a la capacidad que
tienen de fermentar la lactosa. La determinación del conteo de coliformes
totales se efectúa por un procedimiento estadístico, tomando en cuenta el
número de tubos sembrados y el número de los que arrojan resultado positivo, se
determina el número más probable (N.M.P.) de bacterias coliformes presentes por
cada 100 ml de agua.
b) BACTERIAS COLIFORMES TOTALES: NÚMERO MÁS PROBABLE (NMP) DE
MICROORGANISMO PARA BACTERIAS COLIFORMES:
Preparar caldo Mac Conkey en concentración
simple y doble según especificaciones del rótulo. Fraccionar los medios en
tubos colocando 10 ml y sembrar la muestra de la siguiente manera.
|
VOL. MEDIO MAC CONKEY DOBLE CONCENTRACIÓN.
|
VOLUMEN DE MUESTRA
|
CANTIDAD DE TUBOS SEMBRADOS
|
|
10 ml
|
10 ml
|
5
|
|
VOL. MEDIO MAC CONKEY SIMPLE CONCENTRACIÓN.
|
VOLUMEN DE MUESTRA
|
CANTIDAD DE TUBOS SEMBRADOS
|
|
10 ml
|
1 ml
|
3
|
|
10 ml
|
0.1 ml
|
2
|
Incubar a 37ºC de
24 a 48 horas.
El número más
probable se calcula en base a la “Tabla 1: Normas de Obras Sanitarias de la
Nación” (ver ANEXO II).
Ejemplo: Si se
sembraron 5 tubos con 10ml; 2 tubos con 1 ml y 1 tubo con 0.1ml y resultaron
positivos 2 de los tubos sembrados con 10 ml, 2 de los tubos sembrados con 1 ml
y ninguno de los tubos sembrados con 0.1 ml, el N.M.P. de gérmenes por 100ml de
la muestra es de 10,1.
b.1) Identificación de Bacterias coliformes e
I.A.C.
La identificación de las coliformes presentes
podrá efectuarse por uno ó ambos de los siguientes métodos:
·
Método 1
Para identificación de E. coli fecal Tipo I se
tomará con una ansa muestras de los tubos que dieron positivo, y se sembrarán
tubos con medio Mc Conkey de simple concentración y se incubarán de 24 a 48
horas a 44 °C (± 0,5). Para identificar bacterias IAC se tomarán muestras de los tubos
positivos con alambre recto se sembrarán en tubos con medio de citrato de Koser
y se incubarán a 37 °C durante 48 horas.
·
Preparación del
medio de Citrato de Koser:
Cloruro de Sodio 5 g
Sulfato de Magnesio 0.2 g
Fosfato Mono
amónico 1.0 g
Fosfato Dipotásico 1.0 g
Agua csp 1000
ml
Se disuelven los reactivos hasta solución
límpida. Se agregan 2 g de Ácido Cítrico. Se lleva a pH = 6 con Solución de
Hidróxido de Sodio 1N. Se fracciona y esteriliza a 120 °C durante 10 minutos.
El resultado positivo en medio Citrato de Koser
indica presencia de bacterias intermediarias, aerógenas, cloacales, [I.A.C.]
b.2) Cuantificación de bacterias coliformes e IAC
Finalizado el ensayo del NMP para Coliformes
Totales, tomar sólo los tubos que resultaron positivos e inocular por medio de
un ansa en medio de cultivo Brila para cuantificar coliformes fecales tipo I y
en medio de cultivo citrato de Koser para cuantificar bacterias IAC de acuerdo
al esquema siguiente:
|
VOL.
CALDO MAC CONKEY
INCUBAR 44ºC 24-48HS
|
|
CANTIDAD
DE TUBOS SEMBRADOS
|
|
(Doble
CMC)10 ml
|
Ansada
proveniente de un tubo positivo de 10 ml
|
5
|
|
10 ml
|
Ansada
proveniente de un tubo positivo de 1 ml
|
3
|
|
10 ml
|
Ansada
proveniente de un tubo positivo de 0.1ml
|
2
|
|
VOL. MEDIO KOSER
INCUBAR
37ºC 48 HS
|
|
CANTIDAD
DE TUBOS SEMBRADOS
|
|
(Doble
CMC) 10 ml
|
Ansada
proveniente de un tubo positivo de 10 ml
|
5
|
|
10 ml
|
Ansada
proveniente de un tubo positivo de 1 ml
|
3
|
|
10 ml
|
Ansada
proveniente de un tubo positivo de 0.1ml
|
2
|
Resultados:
Para hacer el calculo del NMP de bacterias IAC y
Escherichia coli tipo fecal, consultar la tabla de Wilson, hacer el cálculo
proporcional partiendo de las coliforme totales.
Ejemplo:
NMP de coliformes totales.
Inocular los tubos con caldo Mac Conkey
siguiendo el esquema:
-5 tubos con 10 ml
de muestra de agua
-3 tubos con 1 ml
de muestra de agua
-2 tubos con 0.1 ml
de muestra de agua
Los tubos que resultaron positivos fueron los
siguientes:
-3 tubos con 10 ml
de muestra de agua
-1 tubos con 1 ml
de muestra de agua
-0 tubos con 0.1 ml
de muestra de agua
Si observamos en la “Tabla 1: Normas de Obras Sanitarias de la Nación” (ver ANEXO II), el NMP es 11 bacterias coliformes totales.
-Para cuantificar las
bacterias coliforme Escherichia coli tipo I, inocular en tubos con caldo Brila
utilizando un ansa y muestreando sólo de los tubos que dieron resultado
positivo. Incubar de 24 a 48 horas a 44ºC.
Seguir el siguiente esquema: 5 - 3 - 2
-5 tubos partiendo
de los 3 tubos positivos con 10 ml de muestra de agua
-3 tubos partiendo
del tubo positivo con 1 ml de muestra de agua
No se inoculan muestras de los tubos con 0.1ml
de agua ya que el resultado de todos fue negativo. Si el resultado hubiera sido
positivo sembrar 2 tubos.
-De manera similar, para
cuantificar bacterias IAC , inocular en tubos con caldo citrato de Koser
utilizando alambre recto e incubar 48
horas a 37ºC.
Seguir el siguiente esquema: 5 - 3 - 2
-5 tubos partiendo
de los 3 tubos positivos con 10 ml de muestra de agua
-3 tubos partiendo
del tubo positivo con 1 ml de muestra de agua
b.3) Resultados
·
Caldo Mac Conkey: 2
tubos positivos correspondiente a 10 ml de muestra, el resto es correcto. Según
“Tabla 1: Normas de
Obras Sanitarias de la Nación” (ver ANEXO II) corresponde
a (2,0,0) = 4.7 UFC/ 100 ml Escherichia coli.
·
Citrato de Koser: 2
tubos positivos correspondiente a 10 ml de muestra y 1 tubo positivo
correspondiente a 1 ml de muestra. Según “Tabla 1: Normas de Obras Sanitarias de la Nación” (ver ANEXO II) corresponde (2,1,0) = 7.3UFC/100ml de bacteria IAC.
Luego se realiza el calculo proporcional a
las bacterias coliformes totales
4.7 E.
coli + 7.3 IAC = 12.0 coliformes totales
·
Para E. coli.
12 colif. tot. 4.7 UFC/100 ml de E. coli
11 colif. tot X= 4.3
UFC/100 ml de E. coli
11 UFC/100 ml es
el NMP de coliformes totales.
·
Para bacterias IAC.
12 colif. tot. 7.2 UFC/100 ml de IAC
11 colif.tot X= 6.69 UFC/100 ml de IAC
·
Resultados finales
11 UFC/100 ml de coliformes totales
4.3 UFC/100 ml de E. coli
6.7 UFC/100 ml de IAC
b.4) Pruebas bioquímicas
Se realiza un aislamiento en agar EMB según
Levine y en agar Endo C. Se incuba durante 24 a 48 horas a 37ºC para el primer
medio y 24 horas a 37ºC para el segundo medio.
I.A.C.: Bacterias intermediarias, aerógenas y
cloacales.
ANEXO II
TABLA 1: NORMAS DE OBRAS SANITARIAS DE LA
NACIÓN
Número más probable (N.M.P.) de bacterias
coliformes por 100 ml de muestra, sembrado porciones de no más de tres
diluciones. (Parte de una de las tablas).
|
Nº
DE TUBOS POSITIVOS
|
COMBINACIONES
DE TUBOS SEMBRADOS CON 10,1 Y 0,1 ML RESPECTIVAMENTE
|
|
|
|
|
5
|
5
|
5
|
5
|
5
|
5
|
5
|
5
|
5
|
|
|
|
|
0
|
1
|
1
|
2
|
2
|
2
|
3
|
3
|
3
|
|
|
|
|
0
|
0
|
1
|
0
|
1
|
2
|
0
|
1
|
2
|
|
10 ml
|
1 ml
|
0.1 ml
|
0
|
0
|
1
|
0
|
1
|
2
|
0
|
1
|
2
|
|
1
|
0
|
0
|
2.2
|
2.2
|
2.2
|
2.1
|
2.1
|
2.1
|
2.1
|
2.1
|
2.1
|
|
1
|
1
|
0
|
--
|
4.4
|
4.4
|
4.3
|
4.3
|
4.3
|
4.2
|
4.2
|
4.2
|
|
1
|
2
|
0
|
--
|
--
|
--
|
6.6
|
6.6
|
6.6
|
6.5
|
6.4
|
6.1
|
|
2
|
0
|
0
|
5.1
|
5.0
|
5.0
|
4.9
|
4.8
|
4.8
|
4.7
|
4.7
|
4.7
|
|
2
|
1
|
0
|
--
|
7.6
|
7.6
|
7.5
|
7.4
|
7.4
|
7.3
|
7.2
|
7.2
|
|
2
|
2
|
0
|
--
|
--
|
--
|
--
|
10.1
|
10
|
9.9
|
9.9
|
9.9
|
|
3
|
0
|
0
|
9.2
|
8.9
|
8.8
|
8.8
|
8.6
|
8.6
|
8.3
|
8.3
|
8.3
|
|
3
|
1
|
0
|
--
|
12
|
12
|
12
|
12
|
12
|
12
|
12
|
11
|
|
3
|
2
|
0
|
--
|
--
|
--
|
--
|
16
|
16
|
16
|
16
|
16
|
|
3
|
2
|
1
|
--
|
--
|
--
|
--
|
--
|
19
|
--
|
18
|
19
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
|
