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miércoles, 7 de diciembre de 2016

ANÁLISIS DE AGUA POTABLE


1          METODOS DE CONTROL


1.1      Ensayos Fisicoquímicos

1.1.1       pH

Se determina potenciométricamente con electrodo de vidrio.
a)   A 100 ml de muestra agregar 0,30 ml de Solución saturada de Cloruro de Potasio pro-análisis.
b)   Medir el pH sobre ésta solución.


1.1.2   Dureza

Se determina mediante Método Complejométrico, empleando el kit de Merck KgaA, Aquamerck 8039.

a)     Lavar varias veces el recipiente de ensayo con el agua a examinar y llenarlo hasta el borde superior de enrase de 5 ml.

b)     Añadir 3 gotas de la Solución indicadora y agitar. En presencia de dureza, la muestra se colorea de rojo.

c)   Colocar la pipeta de valoración, sin enroscar, y tirando lentamente del embolo, llenar con la Solución Valorante hasta que el borde, hasta que el borde inferior de la junta negra del embolo coincida con la señal de 0° de la escala.

d)   Sacar la pipeta de valoración y escurrir brevemente rozando la punta del gotero. Añadir luego la Solución Valorante gota a gota a la muestra de agua preparada hasta que el color de la muestra vire de rojo a verde pasando por violeta grisáceo antes de virar. Agitar el recipiente de ensayo durante el agregado de titulante.

e)   Leer la dureza total en mmol/L en la escala correspondiente de la pipeta de valoración y calcular la dureza como Carbonato de Calcio con la siguiente formula:

 

Dureza total (mg/L)= Dureza total (mmol/L) x 100


f)        Retornar el titulante remanente al frasco de reactivo y enroscar la pipeta de valoración en el frasco de reactivos. Guardar el frasco de reactivo con la pipeta de valoración enroscada en el hueco correspondiente de la caja de kit.



1.1.3       Residuo a 105°C

a) En un vaso de precipitado de 250 ml previamente tarado, evaporar 100 ml de muestra hasta sequedad.
c)   Colocar el vaso en estufa a 105°C durante 1 (una) hora.
d)   Dejar enfriar a temperatura ambiente en un desecador y pesar.


1.1.4       Hierro

a) Solución Standard de Hierro:
·      Disolver 43.2 mg de Sulfato Amonicoférrico [FeNH4(SO4)2.12H2O] en agua.
·      Acidificar con 10 ml de Acido Sulfúrico.
·      Llevar a 100 ml con agua destilada.
·      Homogeneizar.
·      Pipetear 1.00 ml de esta Solución a un matraz aforado de 1L.
·      Acidificar con 10 ml de Acido Sulfúrico.
·      Llevar a volumen con agua.
·      Homogeneizar (esta Solución contiene 0.05 mg/L de hierro).

b) Solución de Tiocianato de amonio:
·      Disolver 30 g de Tiocianato de Amonio en 100 ml de agua.

c) Procedimiento:

Referencia: Colocar 50 ml de Solución standard de hierro en un tubo de Nessler grande.

Muestra: Colocar 50 ml de muestra en un tubo de Nessler grande

Agregar a cada tubo 2 ml de Acido Clorhídrico, 50 mg de Peroxidisulfato de Amonio, 3 ml de Tiocianato de Amonio al 30 % y agitar hasta completa disolución.
Comparar las coloraciones producidas mirando perpendicularmente sobre fondo blanco.

La muestra satisface el ensayo si la coloración del tubo muestra es menor que la del tubo referencia. Si la muestra no satisface el ensayo, preparar dos tubos de Nessler rotulados Muestra 0.1 y Muestra 0.3. Agregar al primero 25 ml de muestra y 25 ml de agua destilada. Agregar al segundo 8.3 ml de la muestra y 41.7 ml de agua destilada. Repetir el ensayo con estos dos tubos. La muestra satisface el límite de 0.1 mg/L si la coloración en el tubo Muestra 0.1 es menor que la del tubo referencia y satisface el límite de 0.3 mg/L si la coloración en el tubo Muestra 0.3 es menor que la del tubo referencia. Indicar el resultado en el protocolo correspondiente.



1.1.5       Amoníaco

Se determina mediante el Método de Nessler, empleando el kit de Merck KgaA, Aquaquant 14400.
a) Orientar la caja contenedora rectangular del kit de modo que los tubos para muestra queden a la izquierda.
b) La temperatura de la muestra deberá estar entre 15 y 25°C.
c)  Llenar ambos tubos con la muestra de agua.
d) Añadir los reactivos únicamente al tubo interior, es decir, al que se encuentra próximo al operador, en el siguiente orden:

-Reactivo [NH4-1A]: añadir 5 gotas y mezclar.
-Reactivo [NH4-2A]: añadir 5 gotas y mezclar.
-Reactivo [NH4-3A]: añadir 5 gotas y mezclar.

e) Leer entre los 3 y los 90 minutos.
f)   Introducir la escala de comparación en la ranura del fondo de la caja por el extremo de los círculos amarillos desde la derecha y correrla para que salga por la izquierda, hasta que el color de la muestra tratada coincida con el circulo de color por debajo del blanco.
g) Leer el resultado en la parte de la escala que sobresale a la derecha de la caja.

Nota: Las muestras tratadas contienen Mercurio y deben descartarse en el bidón de solventes a incinerar.


1.1.6       Metales pesados

a) Solución de Tioacetamida:
·      Adicionar 10 ml de la mezcla de 15 ml de Hidróxido de Sodio 1N, 5 ml de agua destilada y 20 ml de Glicerina a 4 ml de Solución de Tioacetamida al 4% en agua destilada.
·      Calentar en baño de agua durante 20 segundos.
·      Enfriar y usar inmediatamente.

b) Solución buffer de pH 3.5:
·      Disolver 25 g de Acetato de Amonio en 25 ml de agua destilada
·      Adicionar 38 ml de Acido Clorhídrico 7N (59.5 ml de Acido Clorhídrico concentrado en 500 ml de agua destilada).
·      Ajustar el pH si fuera necesario, con Amoníaco o con Ácido Clorhídrico.
·      Llevar a 100 ml con agua destilada.



c)  Solución stock de Nitrato de Plomo:
·      Disolver 159.8 mg de Nitrato de Plomo en 100 ml de agua acidificada con 1 ml de Acido Nítrico.
·      Diluir a 1 L con agua destilada.
·      Homogeneizar.
·      Guardar en frasco de vidrio.

d) Solución standard de Plomo: preparar inmediatamente a su utilización,
·      Diluir 10.0 ml de la Solución stock de Nitrato de Plomo con agua destilada a 100 ml en un matraz aforado.
·      Cada ml de esta Solución standard de Plomo contiene 10 µg de Plomo.

e) Standard de comparacion:
·      Pipetear 1.0 ml de Solución standard de Plomo a un tubo de Nessler de 100 ml.
·      Llevar a volumen con agua destilada.
·      Adicionar 5 ml de buffer pH 3.5.
·      Homogeneizar.

f)   Solución muestra:
·      Colocar 100 ml de muestra en un tubo de Nessler de 100 ml.
·      Adicionar 5 ml de buffer pH 3.5.
·      Homogeneizar.

g) Procedimiento:
·      Agregar a cada tubo 5 ml de Solución de Tioacetamida recientemente preparada.
·      Mezclar bien.
·      Dejar reposar durante 2 minutos.
·      Comparar las coloraciones desde arriba y sobre fondo blanco.


1.1.7       Sulfatos

a) Solución Standard de Sulfatos de 100 mg/L:
·      Pesar 335.4 mg de Sulfato de Sodio Decahidratado pro analisis.
·      Transferir a un matraz aforado de 1 L
·      Disolver y llevar a volumen con agua destilada
·      Homogeneizar.

b) Procedimiento:

Referencia: Colocar 50 ml de Solución standard de sulfatos en un tubo de Nessler grande.



Muestra: Colocar 50 ml de muestra en un tubo de Nessler grande

Agregar a cada tubo 1 ml de Acido Clorhídrico 2N, y 3 ml de Cloruro de Bario al 12%. Mezclar bien y dejar en reposo durante 10 minutos. Comparar las turbiedades mirando desde arriba sobre fondo blanco.

La muestra satisface el ensayo si la turbidez del tubo muestra es menor que la del tubo referencia.


1.1.8       Cloro libre

Se determina mediante el kit de Merck KgaA, Aquamerck 14670.

a)     Procedimiento:

1)     Lavar el recipiente de ensayo con el agua a examinar y llenarlo hasta la señal de enrase de 5 ml.
2)     Añadir 4 gotas de reactivo y agitar ligeramente.
3)     Colocar el recipiente de ensayo sobre la tarjeta de colores y hacer coincidir los colores.



1.2      Ensayos Microbiológicos

1.2.1   El agua potable debe estar exenta de gérmenes patógenos. Pero en la práctica no se recurre a esta investigación por las dificultades técnicas que ofrece. Sólo se realiza el recuento de las bacterias aerobias totales y de las bacterias coliformes.
Las primeras dan una información general sobre el grado de contaminación del agua y las segundas de la contaminación fecal.

1.2.1.1  Recuentos de Aerobios Totales

Filtrar 100 ml de muestra por filtro de 0.45 micrones. Se realizan 3 lavados con agua peptonada y se coloca la membrana en agar casoy. Se incuban las placas durante 48 horas a 35 °C. El límite máximo aceptable es de 100 UFC/ml.

1.2.1.2  Investigación de Bacterias Coliformes

La investigación de las coliformes incluyen la detección, recuento e identificación de las mismas. Las bacterias coliformes son las más utilizadas como indicadores de contaminación fecal por su extraordinaria abundancia en las heces y la facilidad con que pueden ser evidenciadas. Se admite que si un agua contiene bacterias de éste tipo se la debe considerar como potencialmente peligrosa y tanto más cuanto mayor sea la cantidad de éstos gérmenes.
Siendo habitantes normales del intestino del hombre y de los animales su presencia siempre hace suponer la posibilidad que gérmenes patógenos de eliminación intestinal pueden estar presentes.
Un agua de calidad óptima no debe contener bacterias coliformes. Sin embargo tanto nuestras normas, como las de otros países y las normas internacionales de la O.M.S. dan un margen de tolerancia, que para nosotros es en N.M.P. de 2 bacterias coliformes por 100 ml en agua de pozos semisurgentes y de 2,2 por 100 ml en aguas superficiales tratadas. Debe presentar ausencia de Escherichia coli y Pseudomona Aeuriginosa en volúmenes de 100 ml de muestra.

a)      MÉTODO DEV (*) DE DETECCIÓN Y DETERMINACIÓN DEL NÚMERO DE BACTERIAS COLIFORMES

Este método se realiza por filtración en membrama.

a.1)   Preparación del medio de cultivo:

·     Se utiliza medio DEV agar-ENDO, catálogo Merck # 10684.
·     Disolver 58 g por litro.
·     Autoclavar 15 minutos a 121 °C.
·     Si el color luego de autoclavar es rojo muy oscuro, se puede remover el mismo agregando unas pocas gotas (no más de 1 ml/l) de una Solución de Sulfito Sódico al 10%, preparada recientemente, hirviendo luego el medio.

a.2)   Preparación de las placas de Petri:

·     Se vierte el agar fundido en placas de Petri.
·     El medio es de tono rosado pálido.
·     Conservar las placas en heladera, no más de una semana.
·     Si las mismas presentan una intensificación apreciable del color rojo, deben descartarse.

a.3)   Procedimiento:

·     Filtrar 100 ml de la muestra por un filtro de 0,45 mm.
·     Realizar 3 lavados con agua peptonada e incubar las placas de Petri 24 horas a 37 °C.

(*) Deutsche Einheitsverfahren zur Wasser -, Abwasser - und Schlammuntersuchung. Verlag Chemie GmbH, Weinheim/Bergstrabe, (1971).

a.4)   Recuento:

Las bacterias coliformes forman colonias rojas, de aspecto húmedo. En la mayoría de los casos, las colonias de E. coli poseen además un brillo de fucsina, con reflejo metálico verdoso.
Si se obtuvieron colonias de bacterias coliformes, efectuar la identificación de las mismas realizando pruebas bioquímicas ó ensayos confirmatorios mediante el sistema de identificación de enterobacterias API 20 E. Alternativamente, la investigación de las bacterias coliformes puede efectuarse por el procedimiento de Wilson.

El esquema de trabajo es el siguiente (ver ANEXO I):

Se siembran tubos con caldo de Mac Conkey (medio lactosado y peptonado) y se incuba a 37 °C durante 48 horas. La presencia de bacterias coliformes se reconoce por la formación de gas, debido a la capacidad que tienen de fermentar la lactosa. La determinación del conteo de coliformes totales se efectúa por un procedimiento estadístico, tomando en cuenta el número de tubos sembrados y el número de los que arrojan resultado positivo, se determina el número más probable (N.M.P.) de bacterias coliformes presentes por cada 100 ml de agua.

b)      BACTERIAS COLIFORMES TOTALES: NÚMERO MÁS PROBABLE (NMP) DE MICROORGANISMO PARA BACTERIAS COLIFORMES:

Preparar caldo Mac Conkey en concentración simple y doble según especificaciones del rótulo. Fraccionar los medios en tubos colocando 10 ml y sembrar la muestra de la siguiente manera.

VOL. MEDIO MAC CONKEY DOBLE CONCENTRACIÓN.
VOLUMEN DE MUESTRA
CANTIDAD DE TUBOS SEMBRADOS
10 ml
10 ml
5

VOL. MEDIO MAC CONKEY SIMPLE CONCENTRACIÓN.
VOLUMEN DE MUESTRA
CANTIDAD DE TUBOS SEMBRADOS
10 ml
1 ml
3
10 ml
0.1 ml
2

Incubar a 37ºC de 24 a 48 horas.
El número más probable se calcula en base a la “Tabla 1: Normas de Obras Sanitarias de la Nación” (ver ANEXO II).

Ejemplo: Si se sembraron 5 tubos con 10ml; 2 tubos con 1 ml y 1 tubo con 0.1ml y resultaron positivos 2 de los tubos sembrados con 10 ml, 2 de los tubos sembrados con 1 ml y ninguno de los tubos sembrados con 0.1 ml, el N.M.P. de gérmenes por 100ml de la muestra es de 10,1.

b.1)   Identificación de Bacterias coliformes e I.A.C.

La identificación de las coliformes presentes podrá efectuarse por uno ó ambos de los siguientes métodos:

·        Método 1

Para identificación de E. coli fecal Tipo I se tomará con una ansa muestras de los tubos que dieron positivo, y se sembrarán tubos con medio Mc Conkey de simple concentración y se incubarán de 24 a 48 horas a 44 °C (± 0,5). Para identificar bacterias IAC se tomarán muestras de los tubos positivos con alambre recto se sembrarán en tubos con medio de citrato de Koser y se incubarán a 37 °C durante 48 horas.

·        Preparación del medio de Citrato de Koser:

Cloruro de Sodio                         5     g
Sulfato de Magnesio                   0.2  g
Fosfato Mono amónico               1.0  g
Fosfato Dipotásico                     1.0  g
Agua csp                                               1000 ml

Se disuelven los reactivos hasta solución límpida. Se agregan 2 g de Ácido Cítrico. Se lleva a pH = 6 con Solución de Hidróxido de Sodio 1N. Se fracciona y esteriliza a 120 °C durante 10 minutos.
El resultado positivo en medio Citrato de Koser indica presencia de bacterias intermediarias, aerógenas, cloacales, [I.A.C.]


b.2)   Cuantificación de bacterias coliformes e IAC

Finalizado el ensayo del NMP para Coliformes Totales, tomar sólo los tubos que resultaron positivos e inocular por medio de un ansa en medio de cultivo Brila para cuantificar coliformes fecales tipo I y en medio de cultivo citrato de Koser para cuantificar bacterias IAC de acuerdo al esquema siguiente:

VOL. CALDO MAC CONKEY
INCUBAR 44ºC 24-48HS

CANTIDAD DE TUBOS SEMBRADOS
(Doble CMC)10 ml
Ansada proveniente de un tubo positivo de 10 ml
5
10 ml
Ansada proveniente de un tubo positivo de 1 ml
3
10 ml
Ansada proveniente de un tubo positivo de 0.1ml
2



VOL. MEDIO KOSER
INCUBAR 37ºC 48 HS

CANTIDAD DE TUBOS SEMBRADOS
(Doble CMC) 10 ml
Ansada proveniente de un tubo positivo de 10 ml
5
10 ml
Ansada proveniente de un tubo positivo de 1 ml
3
10 ml
Ansada proveniente de un tubo positivo de 0.1ml
2

Resultados:
Para hacer el calculo del NMP de bacterias IAC y Escherichia coli tipo fecal, consultar la tabla de Wilson, hacer el cálculo proporcional partiendo de las coliforme totales.

Ejemplo:

NMP de coliformes totales.
Inocular los tubos con caldo Mac Conkey siguiendo el esquema:

-5 tubos con 10 ml de muestra de agua
-3 tubos con 1 ml de muestra de agua
-2 tubos con 0.1 ml de muestra de agua

Los tubos que resultaron positivos fueron los siguientes:

-3 tubos con 10 ml de muestra de agua
-1 tubos con 1 ml de muestra de agua
-0 tubos con 0.1 ml de muestra de agua

Si observamos en la “Tabla 1: Normas de Obras Sanitarias de la Nación” (ver ANEXO II), el NMP es 11 bacterias coliformes totales.
-Para cuantificar las bacterias coliforme Escherichia coli tipo I, inocular en tubos con caldo Brila utilizando un ansa y muestreando sólo de los tubos que dieron resultado positivo. Incubar de 24 a 48 horas a 44ºC.
Seguir el siguiente esquema: 5 - 3 - 2

-5 tubos partiendo de los 3 tubos positivos con 10 ml de muestra de agua
-3 tubos partiendo del tubo positivo con 1 ml de muestra de agua

No se inoculan muestras de los tubos con 0.1ml de agua ya que el resultado de todos fue negativo. Si el resultado hubiera sido positivo sembrar 2 tubos.

-De manera similar, para cuantificar bacterias IAC , inocular en tubos con caldo citrato de Koser utilizando alambre recto e incubar  48 horas a 37ºC.



Seguir el siguiente esquema: 5 - 3 - 2

-5 tubos partiendo de los 3 tubos positivos con 10 ml de muestra de agua
-3 tubos partiendo del tubo positivo con 1 ml de muestra de agua

b.3)   Resultados

·        Caldo Mac Conkey: 2 tubos positivos correspondiente a 10 ml de muestra, el resto es correcto. Según “Tabla 1: Normas de Obras Sanitarias de la Nación” (ver ANEXO II) corresponde a (2,0,0) = 4.7 UFC/ 100 ml Escherichia coli.

·        Citrato de Koser: 2 tubos positivos correspondiente a 10 ml de muestra y 1 tubo positivo correspondiente a 1 ml de muestra. Según “Tabla 1: Normas de Obras Sanitarias de la Nación” (ver ANEXO II) corresponde (2,1,0) = 7.3UFC/100ml de bacteria IAC.

Luego se realiza el calculo proporcional a las bacterias coliformes totales

4.7 E. coli + 7.3 IAC  = 12.0 coliformes totales

·          Para E. coli.

12 colif. tot.                   4.7 UFC/100 ml de E. coli
11 colif. tot                      X= 4.3 UFC/100 ml de E. coli

11 UFC/100 ml es el NMP de coliformes totales.

·          Para bacterias IAC.

12 colif. tot.                   7.2 UFC/100 ml de IAC
11 colif.tot                     X= 6.69  UFC/100 ml de IAC

·          Resultados finales

11 UFC/100 ml de coliformes totales
4.3 UFC/100 ml de E. coli
6.7 UFC/100 ml de IAC

b.4)   Pruebas bioquímicas

Se realiza un aislamiento en agar EMB según Levine y en agar Endo C. Se incuba durante 24 a 48 horas a 37ºC para el primer medio y 24 horas a 37ºC para el segundo medio. 







 






































I.A.C.: Bacterias intermediarias, aerógenas y cloacales.



ANEXO II


TABLA 1: NORMAS DE OBRAS SANITARIAS DE LA NACIÓN



Número más probable (N.M.P.) de bacterias coliformes por 100 ml de muestra, sembrado porciones de no más de tres diluciones. (Parte de una de las tablas).

Nº DE TUBOS POSITIVOS
COMBINACIONES DE TUBOS SEMBRADOS CON 10,1 Y 0,1 ML RESPECTIVAMENTE



5
5
5
5
5
5
5
5
5



0
1
1
2
2
2
3
3
3



0
0
1
0
1
2
0
1
2
10 ml
1 ml
0.1 ml
0
0
1
0
1
2
0
1
2
1
0
0
2.2
2.2
2.2
2.1
2.1
2.1
2.1
2.1
2.1
1
1
0
--
4.4
4.4
4.3
4.3
4.3
4.2
4.2
4.2
1
2
0
--
--
--
6.6
6.6
6.6
6.5
6.4
6.1
2
0
0
5.1
5.0
5.0
4.9
4.8
4.8
4.7
4.7
4.7
2
1
0
--
7.6
7.6
7.5
7.4
7.4
7.3
7.2
7.2
2
2
0
--
--
--
--
10.1
10
9.9
9.9
9.9
3
0
0
9.2
8.9
8.8
8.8
8.6
8.6
8.3
8.3
8.3
3
1
0
--
12
12
12
12
12
12
12
11
3
2
0
--
--
--
--
16
16
16
16
16
3
2
1
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--
--
--
--
19
--
18
19


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