ANÁLISIS DE AGUA POTABLE

1          METODOS DE CONTROL

1.1      Ensayos Fisicoquímicos

1.1.1       pH

Se determina potenciométricamente con electrodo de vidrio.

a)   A 100 ml de muestra agregar 0,30 ml de Solución saturada de Cloruro de Potasio pro-análisis.

b)   Medir el pH sobre ésta solución.

1.1.2   Dureza

Se determina mediante Método Complejométrico, empleando el kit de Merck KgaA, Aquamerck 8039.

a)     Lavar varias veces el recipiente de ensayo con el agua a examinar y llenarlo hasta el borde superior de enrase de 5 ml.

b)     Añadir 3 gotas de la Solución indicadora y agitar. En presencia de dureza, la muestra se colorea de rojo.

c)   Colocar la pipeta de valoración, sin enroscar, y tirando lentamente del embolo, llenar con la Solución Valorante hasta que el borde, hasta que el borde inferior de la junta negra del embolo coincida con la señal de 0° de la escala.

d)   Sacar la pipeta de valoración y escurrir brevemente rozando la punta del gotero. Añadir luego la Solución Valorante gota a gota a la muestra de agua preparada hasta que el color de la muestra vire de rojo a verde pasando por violeta grisáceo antes de virar. Agitar el recipiente de ensayo durante el agregado de titulante.

e)   Leer la dureza total en mmol/L en la escala correspondiente de la pipeta de valoración y calcular la dureza como Carbonato de Calcio con la siguiente formula:

 

Dureza total (mg/L)= Dureza total (mmol/L) x 100

f)        Retornar el titulante remanente al frasco de reactivo y enroscar la pipeta de valoración en el frasco de reactivos. Guardar el frasco de reactivo con la pipeta de valoración enroscada en el hueco correspondiente de la caja de kit.

1.1.3       Residuo a 105°C

a) En un vaso de precipitado de 250 ml previamente tarado, evaporar 100 ml de muestra hasta sequedad.

c)   Colocar el vaso en estufa a 105°C durante 1 (una) hora.

d)   Dejar enfriar a temperatura ambiente en un desecador y pesar.

1.1.4       Hierro

a) Solución Standard de Hierro:

·      Disolver 43.2 mg de Sulfato Amonicoférrico [FeNH4(SO4)2.12H2O] en agua.

·      Acidificar con 10 ml de Acido Sulfúrico.

·      Llevar a 100 ml con agua destilada.

·      Homogeneizar.

·      Pipetear 1.00 ml de esta Solución a un matraz aforado de 1L.

·      Acidificar con 10 ml de Acido Sulfúrico.

·      Llevar a volumen con agua.

·      Homogeneizar (esta Solución contiene 0.05 mg/L de hierro).

b) Solución de Tiocianato de amonio:

·      Disolver 30 g de Tiocianato de Amonio en 100 ml de agua.

c) Procedimiento:

Referencia: Colocar 50 ml de Solución standard de hierro en un tubo de Nessler grande.

Muestra: Colocar 50 ml de muestra en un tubo de Nessler grande

Agregar a cada tubo 2 ml de Acido Clorhídrico, 50 mg de Peroxidisulfato de Amonio, 3 ml de Tiocianato de Amonio al 30 % y agitar hasta completa disolución.

Comparar las coloraciones producidas mirando perpendicularmente sobre fondo blanco.

La muestra satisface el ensayo si la coloración del tubo muestra es menor que la del tubo referencia. Si la muestra no satisface el ensayo, preparar dos tubos de Nessler rotulados Muestra 0.1 y Muestra 0.3. Agregar al primero 25 ml de muestra y 25 ml de agua destilada. Agregar al segundo 8.3 ml de la muestra y 41.7 ml de agua destilada. Repetir el ensayo con estos dos tubos. La muestra satisface el límite de 0.1 mg/L si la coloración en el tubo Muestra 0.1 es menor que la del tubo referencia y satisface el límite de 0.3 mg/L si la coloración en el tubo Muestra 0.3 es menor que la del tubo referencia. Indicar el resultado en el protocolo correspondiente.

1.1.5       Amoníaco

Se determina mediante el Método de Nessler, empleando el kit de Merck KgaA, Aquaquant 14400.

a) Orientar la caja contenedora rectangular del kit de modo que los tubos para muestra queden a la izquierda.

b) La temperatura de la muestra deberá estar entre 15 y 25°C.

c)  Llenar ambos tubos con la muestra de agua.

d) Añadir los reactivos únicamente al tubo interior, es decir, al que se encuentra próximo al operador, en el siguiente orden:

-Reactivo [NH4-1A]: añadir 5 gotas y mezclar.

-Reactivo [NH4-2A]: añadir 5 gotas y mezclar.

-Reactivo [NH4-3A]: añadir 5 gotas y mezclar.

e) Leer entre los 3 y los 90 minutos.

f)   Introducir la escala de comparación en la ranura del fondo de la caja por el extremo de los círculos amarillos desde la derecha y correrla para que salga por la izquierda, hasta que el color de la muestra tratada coincida con el circulo de color por debajo del blanco.

g) Leer el resultado en la parte de la escala que sobresale a la derecha de la caja.

Nota: Las muestras tratadas contienen Mercurio y deben descartarse en el bidón de solventes a incinerar.

1.1.6       Metales pesados

a) Solución de Tioacetamida:

·      Adicionar 10 ml de la mezcla de 15 ml de Hidróxido de Sodio 1N, 5 ml de agua destilada y 20 ml de Glicerina a 4 ml de Solución de Tioacetamida al 4% en agua destilada.

·      Calentar en baño de agua durante 20 segundos.

·      Enfriar y usar inmediatamente.

b) Solución buffer de pH 3.5:

·      Disolver 25 g de Acetato de Amonio en 25 ml de agua destilada

·      Adicionar 38 ml de Acido Clorhídrico 7N (59.5 ml de Acido Clorhídrico concentrado en 500 ml de agua destilada).

·      Ajustar el pH si fuera necesario, con Amoníaco o con Ácido Clorhídrico.

·      Llevar a 100 ml con agua destilada.

c)  Solución stock de Nitrato de Plomo:

·      Disolver 159.8 mg de Nitrato de Plomo en 100 ml de agua acidificada con 1 ml de Acido Nítrico.

·      Diluir a 1 L con agua destilada.

·      Homogeneizar.

·      Guardar en frasco de vidrio.

d) Solución standard de Plomo: preparar inmediatamente a su utilización,

·      Diluir 10.0 ml de la Solución stock de Nitrato de Plomo con agua destilada a 100 ml en un matraz aforado.

·      Cada ml de esta Solución standard de Plomo contiene 10 µg de Plomo.

e) Standard de comparacion:

·      Pipetear 1.0 ml de Solución standard de Plomo a un tubo de Nessler de 100 ml.

·      Llevar a volumen con agua destilada.

·      Adicionar 5 ml de buffer pH 3.5.

·      Homogeneizar.

f)   Solución muestra:

·      Colocar 100 ml de muestra en un tubo de Nessler de 100 ml.

·      Adicionar 5 ml de buffer pH 3.5.

·      Homogeneizar.

g) Procedimiento:

·      Agregar a cada tubo 5 ml de Solución de Tioacetamida recientemente preparada.

·      Mezclar bien.

·      Dejar reposar durante 2 minutos.

·      Comparar las coloraciones desde arriba y sobre fondo blanco.

1.1.7       Sulfatos

a) Solución Standard de Sulfatos de 100 mg/L:

·      Pesar 335.4 mg de Sulfato de Sodio Decahidratado pro analisis.

·      Transferir a un matraz aforado de 1 L

·      Disolver y llevar a volumen con agua destilada

·      Homogeneizar.

b) Procedimiento:

Referencia: Colocar 50 ml de Solución standard de sulfatos en un tubo de Nessler grande.

Muestra: Colocar 50 ml de muestra en un tubo de Nessler grande

Agregar a cada tubo 1 ml de Acido Clorhídrico 2N, y 3 ml de Cloruro de Bario al 12%. Mezclar bien y dejar en reposo durante 10 minutos. Comparar las turbiedades mirando desde arriba sobre fondo blanco.

La muestra satisface el ensayo si la turbidez del tubo muestra es menor que la del tubo referencia.

1.1.8       Cloro libre

Se determina mediante el kit de Merck KgaA, Aquamerck 14670.

a)     Procedimiento:

1)     Lavar el recipiente de ensayo con el agua a examinar y llenarlo hasta la señal de enrase de 5 ml.

2)     Añadir 4 gotas de reactivo y agitar ligeramente.

3)     Colocar el recipiente de ensayo sobre la tarjeta de colores y hacer coincidir los colores.

1.2      Ensayos Microbiológicos

1.2.1   El agua potable debe estar exenta de gérmenes patógenos. Pero en la práctica no se recurre a esta investigación por las dificultades técnicas que ofrece. Sólo se realiza el recuento de las bacterias aerobias totales y de las bacterias coliformes.

Las primeras dan una información general sobre el grado de contaminación del agua y las segundas de la contaminación fecal.

1.2.1.1  Recuentos de Aerobios Totales

Filtrar 100 ml de muestra por filtro de 0.45 micrones. Se realizan 3 lavados con agua peptonada y se coloca la membrana en agar casoy. Se incuban las placas durante 48 horas a 35 °C. El límite máximo aceptable es de 100 UFC/ml.

1.2.1.2  Investigación de Bacterias Coliformes

La investigación de las coliformes incluyen la detección, recuento e identificación de las mismas. Las bacterias coliformes son las más utilizadas como indicadores de contaminación fecal por su extraordinaria abundancia en las heces y la facilidad con que pueden ser evidenciadas. Se admite que si un agua contiene bacterias de éste tipo se la debe considerar como potencialmente peligrosa y tanto más cuanto mayor sea la cantidad de éstos gérmenes.

Siendo habitantes normales del intestino del hombre y de los animales su presencia siempre hace suponer la posibilidad que gérmenes patógenos de eliminación intestinal pueden estar presentes.

Un agua de calidad óptima no debe contener bacterias coliformes. Sin embargo tanto nuestras normas, como las de otros países y las normas internacionales de la O.M.S. dan un margen de tolerancia, que para nosotros es en N.M.P. de 2 bacterias coliformes por 100 ml en agua de pozos semisurgentes y de 2,2 por 100 ml en aguas superficiales tratadas. Debe presentar ausencia de Escherichia coli y Pseudomona Aeuriginosa en volúmenes de 100 ml de muestra.

a)      MÉTODO DEV ^(*) DE DETECCIÓN Y DETERMINACIÓN DEL NÚMERO DE BACTERIAS COLIFORMES

Este método se realiza por filtración en membrama.

a.1)   Preparación del medio de cultivo:

·     Se utiliza medio DEV agar-ENDO, catálogo Merck # 10684.

·     Disolver 58 g por litro.

·     Autoclavar 15 minutos a 121 °C.

·     Si el color luego de autoclavar es rojo muy oscuro, se puede remover el mismo agregando unas pocas gotas (no más de 1 ml/l) de una Solución de Sulfito Sódico al 10%, preparada recientemente, hirviendo luego el medio.

a.2)   Preparación de las placas de Petri:

·     Se vierte el agar fundido en placas de Petri.

·     El medio es de tono rosado pálido.

·     Conservar las placas en heladera, no más de una semana.

·     Si las mismas presentan una intensificación apreciable del color rojo, deben descartarse.

a.3)   Procedimiento:

·     Filtrar 100 ml de la muestra por un filtro de 0,45 mm.

·     Realizar 3 lavados con agua peptonada e incubar las placas de Petri 24 horas a 37 °C.

^(*) Deutsche Einheitsverfahren zur Wasser -, Abwasser - und Schlammuntersuchung. Verlag Chemie GmbH, Weinheim/Bergstrabe, (1971).

a.4)   Recuento:

Las bacterias coliformes forman colonias rojas, de aspecto húmedo. En la mayoría de los casos, las colonias de E. coli poseen además un brillo de fucsina, con reflejo metálico verdoso.

Si se obtuvieron colonias de bacterias coliformes, efectuar la identificación de las mismas realizando pruebas bioquímicas ó ensayos confirmatorios mediante el sistema de identificación de enterobacterias API 20 E. Alternativamente, la investigación de las bacterias coliformes puede efectuarse por el procedimiento de Wilson.

El esquema de trabajo es el siguiente (ver ANEXO I):

Se siembran tubos con caldo de Mac Conkey (medio lactosado y peptonado) y se incuba a 37 °C durante 48 horas. La presencia de bacterias coliformes se reconoce por la formación de gas, debido a la capacidad que tienen de fermentar la lactosa. La determinación del conteo de coliformes totales se efectúa por un procedimiento estadístico, tomando en cuenta el número de tubos sembrados y el número de los que arrojan resultado positivo, se determina el número más probable (N.M.P.) de bacterias coliformes presentes por cada 100 ml de agua.

b)      BACTERIAS COLIFORMES TOTALES: NÚMERO MÁS PROBABLE (NMP) DE MICROORGANISMO PARA BACTERIAS COLIFORMES:

Preparar caldo Mac Conkey en concentración simple y doble según especificaciones del rótulo. Fraccionar los medios en tubos colocando 10 ml y sembrar la muestra de la siguiente manera.

VOL. MEDIO MAC CONKEY DOBLE CONCENTRACIÓN.	VOLUMEN DE MUESTRA	CANTIDAD DE TUBOS SEMBRADOS
10 ml	10 ml	5

VOL. MEDIO MAC CONKEY SIMPLE CONCENTRACIÓN.	VOLUMEN DE MUESTRA	CANTIDAD DE TUBOS SEMBRADOS
10 ml	1 ml	3
10 ml	0.1 ml	2

Incubar a 37ºC de 24 a 48 horas.

El número más probable se calcula en base a la “Tabla 1: Normas de Obras Sanitarias de la Nación” (ver ANEXO II).

Ejemplo: Si se sembraron 5 tubos con 10ml; 2 tubos con 1 ml y 1 tubo con 0.1ml y resultaron positivos 2 de los tubos sembrados con 10 ml, 2 de los tubos sembrados con 1 ml y ninguno de los tubos sembrados con 0.1 ml, el N.M.P. de gérmenes por 100ml de la muestra es de 10,1.

b.1)   Identificación de Bacterias coliformes e I.A.C.

La identificación de las coliformes presentes podrá efectuarse por uno ó ambos de los siguientes métodos:

·        Método 1

Para identificación de E. coli fecal Tipo I se tomará con una ansa muestras de los tubos que dieron positivo, y se sembrarán tubos con medio Mc Conkey de simple concentración y se incubarán de 24 a 48 horas a 44 °C (± 0,5). Para identificar bacterias IAC se tomarán muestras de los tubos positivos con alambre recto se sembrarán en tubos con medio de citrato de Koser y se incubarán a 37 °C durante 48 horas.

·        Preparación del medio de Citrato de Koser:

Cloruro de Sodio                         5     g

Sulfato de Magnesio                   0.2  g

Fosfato Mono amónico               1.0  g

Fosfato Dipotásico                     1.0  g

Agua csp                                               1000 ml

Se disuelven los reactivos hasta solución límpida. Se agregan 2 g de Ácido Cítrico. Se lleva a pH = 6 con Solución de Hidróxido de Sodio 1N. Se fracciona y esteriliza a 120 °C durante 10 minutos.

El resultado positivo en medio Citrato de Koser indica presencia de bacterias intermediarias, aerógenas, cloacales, [I.A.C.]

b.2)   Cuantificación de bacterias coliformes e IAC

Finalizado el ensayo del NMP para Coliformes Totales, tomar sólo los tubos que resultaron positivos e inocular por medio de un ansa en medio de cultivo Brila para cuantificar coliformes fecales tipo I y en medio de cultivo citrato de Koser para cuantificar bacterias IAC de acuerdo al esquema siguiente:

VOL. CALDO MAC CONKEY INCUBAR 44ºC 24-48HS		CANTIDAD DE TUBOS SEMBRADOS
(Doble CMC)10 ml	Ansada proveniente de un tubo positivo de 10 ml	5
10 ml	Ansada proveniente de un tubo positivo de 1 ml	3
10 ml	Ansada proveniente de un tubo positivo de 0.1ml	2

VOL. MEDIO KOSER INCUBAR 37ºC 48 HS		CANTIDAD DE TUBOS SEMBRADOS
(Doble CMC) 10 ml	Ansada proveniente de un tubo positivo de 10 ml	5
10 ml	Ansada proveniente de un tubo positivo de 1 ml	3
10 ml	Ansada proveniente de un tubo positivo de 0.1ml	2

Resultados:

Para hacer el calculo del NMP de bacterias IAC y Escherichia coli tipo fecal, consultar la tabla de Wilson, hacer el cálculo proporcional partiendo de las coliforme totales.

Ejemplo:

NMP de coliformes totales.

Inocular los tubos con caldo Mac Conkey siguiendo el esquema:

-5 tubos con 10 ml de muestra de agua

-3 tubos con 1 ml de muestra de agua

-2 tubos con 0.1 ml de muestra de agua

Los tubos que resultaron positivos fueron los siguientes:

-3 tubos con 10 ml de muestra de agua

-1 tubos con 1 ml de muestra de agua

-0 tubos con 0.1 ml de muestra de agua

Si observamos en la “Tabla 1: Normas de Obras Sanitarias de la Nación” (ver ANEXO II), el NMP es 11 bacterias coliformes totales.

-Para cuantificar las bacterias coliforme Escherichia coli tipo I, inocular en tubos con caldo Brila utilizando un ansa y muestreando sólo de los tubos que dieron resultado positivo. Incubar de 24 a 48 horas a 44ºC.

Seguir el siguiente esquema: 5 - 3 - 2

-5 tubos partiendo de los 3 tubos positivos con 10 ml de muestra de agua

-3 tubos partiendo del tubo positivo con 1 ml de muestra de agua

No se inoculan muestras de los tubos con 0.1ml de agua ya que el resultado de todos fue negativo. Si el resultado hubiera sido positivo sembrar 2 tubos.

-De manera similar, para cuantificar bacterias IAC , inocular en tubos con caldo citrato de Koser utilizando alambre recto e incubar  48 horas a 37ºC.

Seguir el siguiente esquema: 5 - 3 - 2

-5 tubos partiendo de los 3 tubos positivos con 10 ml de muestra de agua

-3 tubos partiendo del tubo positivo con 1 ml de muestra de agua

b.3)   Resultados

·        Caldo Mac Conkey: 2 tubos positivos correspondiente a 10 ml de muestra, el resto es correcto. Según “Tabla 1: Normas de Obras Sanitarias de la Nación” (ver ANEXO II) corresponde a (2,0,0) = 4.7 UFC/ 100 ml Escherichia coli.

·        Citrato de Koser: 2 tubos positivos correspondiente a 10 ml de muestra y 1 tubo positivo correspondiente a 1 ml de muestra. Según “Tabla 1: Normas de Obras Sanitarias de la Nación” (ver ANEXO II) corresponde (2,1,0) = 7.3UFC/100ml de bacteria IAC.

Luego se realiza el calculo proporcional a las bacterias coliformes totales

4.7 E. coli + 7.3 IAC  = 12.0 coliformes totales

·          Para E. coli.

12 colif. tot.                   4.7 UFC/100 ml de E. coli

11 colif. tot                      X= 4.3 UFC/100 ml de E. coli

11 UFC/100 ml es el NMP de coliformes totales.

·          Para bacterias IAC.

12 colif. tot.                   7.2 UFC/100 ml de IAC

11 colif.tot                     X= 6.69  UFC/100 ml de IAC

·          Resultados finales

11 UFC/100 ml de coliformes totales

4.3 UFC/100 ml de E. coli

6.7 UFC/100 ml de IAC

b.4)   Pruebas bioquímicas

Se realiza un aislamiento en agar EMB según Levine y en agar Endo C. Se incuba durante 24 a 48 horas a 37ºC para el primer medio y 24 horas a 37ºC para el segundo medio. 

 

I.A.C.: Bacterias intermediarias, aerógenas y cloacales.

ANEXO II

TABLA 1: NORMAS DE OBRAS SANITARIAS DE LA NACIÓN

Número más probable (N.M.P.) de bacterias coliformes por 100 ml de muestra, sembrado porciones de no más de tres diluciones. (Parte de una de las tablas).

Nº DE TUBOS POSITIVOS			COMBINACIONES DE TUBOS SEMBRADOS CON 10,1 Y 0,1 ML RESPECTIVAMENTE
				5	5	5	5	5	5	5	5	5
				0	1	1	2	2	2	3	3	3
				0	0	1	0	1	2	0	1	2
10 ml	1 ml	0.1 ml		0	0	1	0	1	2	0	1	2
1	0	0		2.2	2.2	2.2	2.1	2.1	2.1	2.1	2.1	2.1
1	1	0		--	4.4	4.4	4.3	4.3	4.3	4.2	4.2	4.2
1	2	0		--	--	--	6.6	6.6	6.6	6.5	6.4	6.1
2	0	0		5.1	5.0	5.0	4.9	4.8	4.8	4.7	4.7	4.7
2	1	0		--	7.6	7.6	7.5	7.4	7.4	7.3	7.2	7.2
2	2	0		--	--	--	--	10.1	10	9.9	9.9	9.9
3	0	0		9.2	8.9	8.8	8.8	8.6	8.6	8.3	8.3	8.3
3	1	0		--	12	12	12	12	12	12	12	11
3	2	0		--	--	--	--	16	16	16	16	16
3	2	1		--	--	--	--	--	19	--	18	19

MUERTE CELULAR PROGRAMA, SENESCENCIA Y ABSICION

No hay evidencias claras de apoptosis, un proceso de muerte celular muy ordenado y
con unas características bien definidas que elimina de forma selectiva algunas células
durante el desarrollo animal, aunque paradójicamente, apoptosis era el nombre griego
usado para describir la caída de pétalos y hojas. No obstante, con características distintas, al
igual que en animales, la muerte celular programada de ciertas partes de la planta, es parte
esencial del desarrollo vegetal. La planta necesita deshacerse de aquellos tejidos (hojas,
flores, frutos ....) que ya no llevan a cabo su función y reciclar, en la mayor parte posible,
los nutrientes minerales y transportarlos a los tejidos funcionales o nuevos tejidos. Otro de
los objetivos de este proceso es la respuesta a estrés, como la muerte de los tejidos
infectados por patógenos como parte de la respuesta hipersensible, que impide la expansión
de la infección hacia los demás tejidos de la planta, o la formación de aerénquimas en
raíces sometidas a hipoxia. Pero también existe una muerte celular programada durante el
desarrollo y crecimiento de la planta, como por ejemplo durante la formación de traqueidas
o durante la formación de hojas lobuladas (cuya forma viene determinada por este proceso)
durante la maduración del endopospermo o en el desarrollo reproductivo.

Senescencia

La formación de semillas y frutos va asociada a un proceso de envejecimiento del resto
de la planta. La senescencia puede terminar con la muerte de toda la planta, como en la
mayoría de las herbáceas (senescencia monocárpica), o sólo de algunos tejidos y órganos,
como en plantas plurianuales (senescencia policárpica).
Asimismo, la senescencia se pude diferenciar según el tejido en el que tenga lugar,
como
• foliar: Cuando una hoja deja de ser fotosintéticamente rentable, suele iniciarse su
proceso de senescencia
• floral: Una vez ha tenido lugar la antesis y la polinización, los estambres, la corola,
los pétalos y los sépalos inician su proceso de senescencia.
• frutal: El proceso de maduración del fruto requiere la senescencia de parte de sus
tejidos, especialmente en frutos carnosos.
La senescencia también puede ser climatérica o no climatérica, según sea inducida o no por
etileno.
Las células senescentes permanecen metabólicamente activas durante todo el
proceso, aunque sufren un cambio de metabolismo encaminado al reciclaje de nutrientes.
Señales hormonales o ambientales, asociadas a factores como la edad del tejido, iniciarán
cascadas que activarán o inactivarán muchos genes, lo que conducirá a una reorganización
estructural y metabólica. Finalmente, una vez finalizado el reciclaje celular, se perderá la
integridad celular, de forma irreversible.
El patrón de senescencia está bien establecido. Así, en hojas se pierde primero la
integridad de los cloroplastos, mientras que la del núcleo se mantiene hasta el final. A su
vez, para asegurar el transporte de nutrientes reciclados, los tejidos vasculares en torno al
órgano senescente son los últimos en envejecer. La síntesis de carbohidratos cesa y tiene
lugar la degradación de las proteínas, clorofilas, lípidos y ácidos nucleicos, que requiere la
síntesis de enzimas hidrolíticos (proteasas, nucleasas, lipasas y clorofilasas). Ello implica la
activación específica de ciertos genes. La respiración se mantiene alta hasta el final de la
senescencia.
La degradación de clorofila en hojas y frutos deja ver la pigmentación dada por los
caotenoides. Muchas especies, además sintetizan nuevos carotenoides, y otros pigmentos de
origen fenilpropanoide, como antocianinas y flavonoides que confieren nuevos colores a las
hojas y a los frutos maduros antes de la abscisión. Otras rutas de síntesis de
fenilpropanoides producirán lignina y taninos, así como fitoalexinas y ácido salicílico como
protectores frente a patógenos.
El metabolismo oxidativo produce especies activas de oxígeno que disparan los
mecanismos antioxidantes celulares. El balance entre producción de especies de oxígeno y
su retirada por los mecanismos antioxidantes parece ser un regulador del programa de
senescencia. Cuando los mecanismos antioxidantes son desbordados, el estrés oxidativo
conducirá irreversiblemente a la muerte celular como fase final de la senescencia.
Genes asociados a la senescencia
Se han identificado varias decenas de genes cuya expresión está relacionada con el
proceso de senescencia, o cuya expresión se incrementa durante la misma, entre ellos,
genes de enzimas proteolíticas, otros implicados en la movilización de nutrientes, otros
relacionados con la defensa frente a patógenos y algunos otros cuya función es
desconocida. A su vez, en hoja se han distinguido hasta 10 clases de genes según se
expresión durante el desarrollo de la misma, estando la de 8 de ellas relacionada con la
senescencia.
Algunos mutantes o variedades tienen alterado el patrón de expresión de estos
genes, como las variedades “stay-green” (mantente verde) de cereales, que retrasan
enormemente su senescencia, siendo mucho más productivas.
Como ya se vio en temas anteriores, el etileno es el principal inductor hormonal de
la senescencia, siendo las citoquininas inhibidores de la misma.
Muerte celular programada en procesos del desarrollo
Uno de los procesos más importantes para el desarrollo de las plantas vasculares es
la xilogénesis o desarrollo del xilema, que se inicia durante la embriogénesis y se mantiene
durante toda la vida de la planta. Las células del procambium y del cambium primero se
desdiferencian y después se rediferencian hacia traqueidas, con la intervención primero de
auxinas y citoquininas y después de Ca2+, calmodulina, brasinólidos y proteasas específicas.
La rediferenciación a traqueida, además de una elongación celular, implica la síntesis de
una gruesa pared secundaria. Posteriormente se iniciará la muerte programada de estas
células, comenzando por la lisis de la vacuola, continuando por la degradación de todo el
contenido celular y finalizando con el vaciado de la misma.
Durante el desarrollo del endospermo, además de la muerte de las células centrales,
una vez almacenados los nutrientes, en el proceso de formación de vacuolas con proteínas
de reserva en las células de la aleurona se almacenan hidrolasas ácidas. Durante la
germinación, en respuesta a giberelinas el pH de estas vacuolas se acidifica, convirtiéndose
en orgánulos líticos, que disparan una proceso de autofagia de las células de la aleurona,
una vez cumplida su función digestiva para el proceso de germinación. El ABA inhibe
fuertemente este proceso, previniendo la muerte de la aleurona durante el desarrollo de la
semilla.
La forma de las hojas o la aparición de estructuras como tricomas, espinas, en la
superficie de hojas y tallos son ejemplos de muerte programada. La formación de glándulas
con aceites aromáticos, como las de la cáscara de los cítricos, se da previa formación de una
cavidad con células que almacenan estos aceites seguida de una desintegración celular
(lisigenia), a veces acompañada de separación de paredes (esquizogenia) para constituir un
espacio intercelular.
El desarrollo reproductivo también está regulado por muerte celular programada. En
la mayoría de las plantas con flores unisexuales, el desarrollo conduce a la aparición de
primordios masculinos y femeninos, uno de los cuales tendrá que cesar su desarrollo y
morir de forma programada. Posteriormente, durante la gametogénesis, tres de las cuatro
megaesporas generadas por meiosis degeneran y mueren, al igual que las células del tapete
que rodea a los microesporocitos durante el desarrollo del polen. Tras la fecundación, el
suspensor generado durante la embriogénesis degenera y muere tras unas cuantas divisiones
mitóticas

Muerte celular programada en respuesta a estrés

Formación de aerénquimas

Aunque se asociaron en principio con lo hipoxia en raíces, hoy se conoce que la
formación de aerénquimas está causada por un aumento de etileno en las raíces, sea cual
fuere la señal que induzca este aumento (como la falta de N o P), posteriormente, el etileno
inducirá la muerte de algunas células del córtex, formando un espacio que en hipoxia
facilitará el movimiento del oxígeno en la raíz. El aumento de etileno está mediado por una
señal de Ca2+ citosólico, que se detecta en la célula en respuesta a la hipoxia. El uso de
quelantes de Ca2+ previene la formación de aerénquimas.

Respuesta hipersensible

En este tipo de reacción, el tejido invadida por patógenos sufre un rápido colapso.
La respuesta hipersensible está programada genéticamente en la planta. Los genes de
resistencia de la planta (R) pueden reconocer a los productos de los genes de virulencia
(vir) del patógeno, dándose una relación incompatible que disparará la muerte de las células
invadidas y sus vecinas. A veces, la repuesta hipersensible es disparada solamente por
aplicación de péptidos u oligosacáridos sintetizados por el patógeno, pudiéndose considerar
en este caso un “asesinato” más que un “suicidio” celular.

Abscisión

La abscisión es la pérdida programada de un órgano (hoja, flor, fruto) de la planta,
que tiene lugar al disolverse las paredes de un grupo de células especialmente localizadas
en la planta, en el pecíolo en hojas y en el pedúnculo en frutos. Estas células forman parte
de la “zona de abscisión” y tienen unas características distintivas. Son células más
pequeñas, con el protoplasma más denso y sus paredes celulares no están lignificadas.
Dentro de la zona de abscisión se diferenciará una zona de separación en la que las células
crecen y se disuelve la lámina media por pectinasas y celulasas. Las células de la cara más
próxima a la planta se suberizan y el órgano caerá por su propio peso (frutos) o por factores
ambientales (viento). Las heridas en las células de la planta se sellan con depósitos de
suberina, lignina y sustancias gomosas en los vasos.
La abscisión se produce en tres etapas:
• de iniciación o activación por ciertos factores ambientales.
• de desarrollo, donde tienen lugar los cambios bioquímicos y estructurales de las
células de la zona de abscisión.
• de separación, en que tiene lugar la separación física del órgano.
Como se ha mencionado, antes de la caída del órgano tiene lugar el transporte de los
nutrientes desde la hoja senescente a las hojas jóvenes. El control de la abscisión es llevado
a cabo por auxinas y etileno. El transporte polar de auxinas desde el órgano a la planta,
provoca un alto nivel de las mismas en la zona de abscisión y una inhibición de la síntesis
de etileno. Cuando se inicia la senescencia, el nivel de auxinas disminuye y se estimula la
síntesis de etileno que activará la transcripción de genes de enzimas hidrolíticas.

ESTRES VEGETAL

FISIOLOGÍA EN CONDICIONES DE ESTRÉS.

Es un resumen de apunte de "FACULTAD DE CIENCIAS AGROPECUARIAS - UNER
CATEDRA DE FISIOLOGIA VEGETAL"

La Fisiología Vegetal trata el funcionamiento de los vegetales (el porqué y el cómo). El área donde se superponen la Ecología y la Fisiología se denomina Ecofisiología y estudia a una planta aislada frente a las condiciones medio ambiente.

La Fisiología se interesa en comprender los mecanismos internos de las plantas, cuales son sus límites de respuesta y cómo estos mecanismos pueden alterarse o modificarse por adversidades ambientales externas. Transitoriamente, una planta puede soportar condiciones adversas hasta la vuelta de las condiciones habituales a ella.

En forma general ante condiciones adversas, las plantas pueden desarrollar dos tipos de mecanismos de respuesta:

Desarrollar funciones y estructuras que contrarrestan las condiciones adversas y de forma que éstas no llegan, o llegan atenuadamente a la mayoría de las células. 

Las células adaptan sus funciones para que puedan operar en esas condiciones adversas.


CONCEPTO DE ESTRÉS

Una planta que crece en condiciones óptimas se halla en situación de estrés cero. Esta situación implica que todos los factores (luz, nutrientes, agua, temperatura, oxígeno) están en su punto óptimo. Esta situación es improbable en las condiciones que crecen las plantas.

 Un parámetro que se aleja ligeramente del punto óptimo y hace que una función se altere circunstancialmente y, poco después, vuelva a la normalidad o casi a ella, es frecuente en cualquier cultivo. Homeostasis es la capacidad que poseen los organismos de mantener sus funciones dentro de sus valores normales, cuando una perturbación moderada los desplaza de ellos.

El grado de variación de un factor, inducido por el ambiente, es importante, como así también su duración.
El término estrés lleva implícito la idea de daño y aún la muerte de la planta o parte de ella, si se mantiene la perturbación.
Debe tenerse en cuenta que un organismo no responde ante un solo factor sino al conjunto de de ellos simultáneamente, por lo que cada especie ocupa un “nicho” espacial (hipervolumen o hiperespacio) definido por varios ejes (factores) que actúan simultáneamente.

2. ADAPTACIONES

Toda característica de un organismo o sus partes que tenga valor definitivo en lo que respecta a permitirle a dicho organismo existir en las condiciones de su hábitat, puede llamarse adaptación. 

En esta diversidad de adaptaciones algunas especies se han convertido en tolerantes a un factor estresante o a varios, mientras otras, son muy sensibles al mismo. La tolerancia o resistencia a un estrés puede cambiar a medida que la planta crece: ser sensible a las bajas temperaturas en el estado de plántula y volverse resistente en el de planta adulta.
La falta de adaptación puede provocar el desmedro del organismo, o su muerte y aún la desaparición de la especie.
A la capacidad de adaptación de una especie se la denomina plasticidad

2.1. Origen de las adaptaciones

Se pueden distinguir dos tipos principales de variaciones:

 Las inducidas por el ambiente (plasticidad fenotípica)
 Las genéticas.

La importancia ecológica de la plasticidad fenotípica reside en el hecho de que está relacionada con los tipos de hábitats que puede ocupar una especie, ya que tiende a hacerla adaptable a más de un hábitat. Las plantas anuales y especialmente las malezas poseen una plasticidad superior al promedio.
Una de las aplicaciones agronómicas de este concepto es la prueba de variedades (alfalfa, trigo, maiz) en los Ensayos Comparativos de Rendimiento (ECR) que se realizan anualmente en distintas zonas del país con un mismo protocolo (ej. siembra cada 15 días en un período de 4 meses) para probar la adaptación y plasticidad de las especies en distintos ámbitos geofráficos, y su rendimiento. A partir de estos ensayos surgen las recomendaciones de fechas óptimas de siembra y de variedades.
Las variaciones genétícas son irreversibles y ocurren únicamente por cambios en la estructura de los genes (recombinación, hibridación, mutaciones).
El origen de las variaciones genéticas está sujeto a las leyes de las probabilidades, pero, a medida que se desarrolla la especie, los valores relativos de los materiales hereditarios se afirman cada vez más ocasionando que la supervivencia, la maduración y la reproducción no sean definitivamente aleatorias. Si el nuevo carácter es nocivo, el organismo tiene menos éxito que otros de su misma clase, y por lo tanto no es factible que el cambio se mantenga. Si bien la innovación constituye una ventaja para el. receptor, existen mayores posibilidades de supervivencia que las normales. Por lo tanto la selección natural, que opera en las variaciones genéticas aleatorias, tiende a producir nuevas formas cada vez más adaptadas al hábitat.

Los caracteres mejorados por la selección natural crean una gran armonía entre el organismo y el ambiente, lo que constituye la única explicación para los innumerables casos de similaridad ecológica entre las especies taxonómicamente distintas.

3. FACTORES QUE CAUSAN ESTRÉS
3.1. Altitud
3.2. Déficit de agua
3.3. Temperatura
3.3.1. Estrés provocado por bajas temperaturas
3.3.2. Estrés provocado por altas temperaturas
3.4. Salinidad
3.4.1. Estrés provocado por el exceso de sales

3.1. ALTITUD

A alturas grandes sobre el nivel del mar, se dan una serie de factores que afectan al funcionamiento de las plantas, algunos específicos de las grandes alturas y otros comunes. Entre los factores ambientales de las grandes alturas tenemos: altos valores de radiación (infrarroja, visible y ultravioleta), bajas temperaturas, grandes fluctuaciones de temperatura, frecuentes situaciones de sequedad. Además de una serie de factores más específicos como : baja tensión de CO2 y de oxígeno y vientos intensos.
La alta radiación permite altas velocidades de fotosíntesis y así estas plantas requieren altos valores de iluminación para saturar la fotosíntesis. Por la posibilidad de la alta radiación ultravioleta, las plantas de las zonas altas tienen una cutícula muy gruesa, que además de atenuar la transpiración, supone un potente filtro contra la radiación ultravioleta. Esta, produce mutaciones en células somáticas y germinativas, que en general resultan letales.
Por el ambiente frecuentemente seco, las plantas de grandes alturas, presentan caracteres xeromorfos. Su fotosíntesis es del tipo C3, pues las temperaturas son bajas, pero igualmente tienen valores de intensidad luminosa para la saturación de la fotosíntesis, sensiblemente más altos que las C3 de menor altitud. El viento intenso contribuye a una elevada pérdida de agua por transpiración, y además puede ocasionar rotura de tallos, etc. Así, estas plantas normalmente tienen hojas pequeñas, que ofrecen poca superficie al viento. Viento, sequedad y bajas temperaturas, son los tres factores más frecuentemente determinantes de las adaptaciones a las grandes alturas.

3.2. DEFICIENCIA Y EXCESO DE AGUA

Balance del agua en las plantas terrestres.

Se piensa que las plantas primitivas se originaron en los mares donde fenómenos como la transpiración, la marchitez o la sequía no existen por naturaleza. Cuando las plantas comienzan a poblar la tierra, el problema fue mantener el control de la pérdida de agua, a fin de mantener el contenido de agua del protoplasma necesario para el mantenimiento de sus funciones vitales. En el medio terrestre las plantas deben resistir una pérdida casi continua de agua hacia la atmósfera; por lo tanto el paso hacia la tierra sólo fue posible cuando se desarrollaron adaptaciones eficaces para estas nuevas condiciones.
Como la absorción y la pérdida de agua son los fenómenos que regulan el balance de agua de la planta, las adaptaciones en estas dos direcciones se hicieron necesarias. Por una parte, se desarrolló una cubierta casi impermeable de tejidos con cutina o suberina los cuales mitigaron enormemente los riesgos de transpiración y paralelamente debieron desarrollarse estructuras especiales (estomas) para permitir el intercambio gaseoso. Por otra parte evolucionaron las raíces y los rizoídes, que son órganos muy eficaces en la extracción de humedad del suelo. En las plantas acuáticas el sistema radical no es un problema para la absorción de agua en cambio en las terrestres que crecen en suelos drenados deben tener un sistema de raíces bien ramificado y de rápido crecimiento para obtener el agua para el crecimiento.
La relación entre el agua absorbida y el agua perdida es llamada balance hídrico o balance del agua en la planta, que se cuantifica correctamente como potencial agua. La absorción y transpiración están controlados por el medio y por las plantas. Los factores externos se relacionan a:
- Cantidad de agua disponible para la absorción
- Intensidad de los factores que estimulan la transpiración

Los aspectos internos del balance de agua dependen de las características funcionales y estructurales del cuerpo de la planta las cuáles a veces tienden a disminuir o a agravar las naturales límitaciones del medio.

Cuando los factores limitantes no son tan severos (ej. Selva tropical) se obtiene una mayor diversidad de configuraciones (bioformas) y comportamientos fisiológicos. Por el contrario, cuando las condiciones se hacen limitantes (ej. desiertos secos o fríos) la diversidad queda limitada y se hallan formas biológicas muy especializadas de tal forma que la estructura de las plantas está muy influenciada por las condiciones del balance de agua según las condiciones en que crece, siendo también afectados los fenómenos fisiológicos, pero en menor proporción.

Clasificación de las plantas basadas en sus relaciones con el agua:

H I D R O F I T A S (ambiente acuático)

M E S Ó F I T A S

X E R O F I T A S (ambiente desertico)

3.3. Temperatura

3.3.1. Estrés provocado por bajas temperaturas

Quizá después de la desecación, las bajas temperaturas parecen ser la causa más frecuente de muerte en las plantas.

La sensibilidad a las bajas temperaturas reside en la fluidez de membranas. La bicapa lipídica es una estructura semifluida, cuya mayor o menor fluidez, está controlada por su composición lipídica y por la temperatura.

Es lógico pensar que el grado de fluidez de una membrana es fundamental para el funcionamiento apropiado de los sistemas de transporte localizados en ella, para el funcionamiento de los sistemas enzimáticos (fosforilacion oxidativa), y para que funcione como una barrera física que impida el paso libre de componentes celulares. Según la temperatura normal de vida de una planta ésta adopta una determinada composición lipídica de las membranas, para que tengan la apropiada fluidez.

 Un descenso moderadamente rápido de la temperatura, no permite una adaptación de la composición lipídica de las membranas a la nueva situación, con lo que éstas se hacen más cristalinas, menos fluidas, con todas las consecuencias funcionales que esto lleva consigo. De estas consecuencias funcionales las más graves parecen ser las que se refieren a la baja producción de ATP, y aún más al libre paso de sustancias a través de las membranas. La salida de sus componentes determina el colapso del funcionamiento de las células y su muerte.
Por otra parte si la velocidad de enfriamiento es muy lenta, o las plantas se tratan antes a temperaturas moderadamente bajas, da tiempo a que las células adapten la composición lipídica de sus membranas, aumentando la proporción de ácidos grasos no saturados, para impedir un cambio excesivo de su fluidez. Esto permite a las plantas adaptarse a soportar ambientes más fríos, dentro de los márgenes de síntesis relativa de ácidos grasos no saturados que les permita su genoma.
Si la temperatura baja tanto que se forman cristales de hielo en la planta, ésta o parte de sus células pueden morir en forma diferente según la velocidad de enfriamiento. Si el enfriamiento es lento, se congela primero el agua de los espacios extracelulares, lo que determina un aumento de la concentración de los solutos y por lo tanto una salida del agua de las células y pérdida de su turgencia.

 Si el proceso continúa, se crean todos los síntomas de la desecación y ésa es la causa de la muerte. En las plantas herbáceas tolerantes al frío, el hielo se forma en los espacios intercelulares, pero rara vez en el citosol.

Si el enfriamiento con congelación es brusco, se forman, incluso dentro de la célula (citoplasma), cristales de hielo, cuyo crecimiento rompe la subestructura celular, las membranas y la ordenación estructural de muchas proteínas. La célula muere por la pérdida de componentes a través de las membranas rotas y por la pérdida de funcionamiento de sus proteínas.

Muchas plantas tienen meristemos subterráneos, al abrigo de las bajas temperaturas del aire, que les permiten reiniciar el crecimiento cuando cesa el período frío.

De todas formas la mayor parte de las especies que sobreviven a muy bajas temperaturas, lo hacen porque toleran ( o resisten) la formación de hielo dentro de ellas. En general, herbáceas adaptadas a climas fríos y árboles de bosques boreales, se forma hielo en los espacios intercelulares sufriendo las células una intensa deshidratación y quedando en estado de inactividad metabólica, del que salen por hidratación cuando sube la temperatura. En ningún caso parece que las células puedan sobrevivir a la formación de hielo dentro de ellas.

3.3.2. Estrés provocado por altas temperaturas

La adaptación a ambientes secos suele ir asociada con resistencia a elevadas temperaturas, debido a la elevación de temperatura que en la planta provoca una baja transpiración. Pero, además ocurre que los climas secos suelen ser también cálidos.
La mayoría de las plantas superiores mueren por exposición a temperaturas de entre 45 y 50°C. Algunas xerófitas verdaderas pueden sobrepasar ligeramente estos límites y sobrevivir. En general, incluso temperaturas de entre 35 y 40°C causan daños graves en las plantas no aclimatadas a ambientes calurosos.
Los mecanismos por los que las altas temperaturas provocan la muerte de las plantas, pueden ser variados. En forma general, si la elevación de la temperatura es brusca, la muerte se produce por una desnaturalización de las proteínas que cuando afecta a algunas enzimas claves, resulta fatal para la célula.
Cuando la elevación de la temperatura se produce de una forma más lenta, diversos procesos químicos, catalizados enzimáticamente o no, se aceleran, acumulándose sustancias tóxicas. Es frecuente en este sentido, la intoxicación por amonio liberado por una elevación lenta y prolongada de temperatura.
Además de por desnaturalización, los niveles de una enzima pueden disminuir por un desequilibrio, a elevadas temperaturas, entre su velocidad de formación y su velocidad de degradación, en favor de la última. La resistencia de las plantas a elevadas temperaturas puede residir en varios factores:
a) Una aceleración de la velocidad de los procesos biosintéticos con las elevadas temperaturas, para compensar la elevada velocidad de los procesos degradativos, especialmente de proteínas. Esta adaptación supone un recambio rápido de materiales y por lo tanto, un elevado consumo energético por la planta.
b) La producción de formas enzimáticas (isoenzimas) más resistentes a la desnaturalización, debido a su particular estructura primaria y en consecuencia espacial.
c) Una más rápida velocidad de reconversión del amonio liberado, en aminoácidos y en otras formas orgánicas nitrogenadas.

Se ha demostrado que un brusco cambio de temperatura (28 a 41ºC) en un lapso de 30 minutos induce la sintesis de nuevas proteínas, denominadas proteínas del golpe de calor (HSP) y se reprimen las normales. Estas enzimas (HSP) parecen desempeñar un papel importante en la protección de enzimas y ácidos nucleicos de la desnaturalización térmica.
Los mecanismos de evitación o protección, como adaptación a las elevadas temperaturas, no son frecuentes. Cuando se produce una elevación moderada de temperatura se produce para compensarla, un aumento de la transpiración. Si ésta es excesiva, se cierran estomas para proteger la pérdida de agua. Si todavía progresa la elevación de temperatura se puede descontrolar el mecanismo de apertura y cierre estomático, se abren de nuevo los estomas y aumenta otra vez la transpiración. De nuevo vemos como los efectos de las altas temperaturas y ambientes secos se dan juntos y, en consecuencia las adaptaciones a ellos deben contemplar mecanismos comunes.

3.4. SALINIDAD

3.4.1. Estrés provocado por el exceso de sales

A diferencia de la mayoría de los animales, la mayoría de las plantas no necesita sodio y, además, no pueden sobrevivir en aguas salobres o suelos salinos. En esos ambientes, la solución que rodea a las raíces a menudo posee una más alta concentración de solutos que la célula de la planta y por lo tanto el agua tiende a salir de las raíces por -ósmosis. Aún si la planta es capaz de absorber agua enfrenta problemas adicionales debido al elevado nivel de iones sodio.

Si la planta absorbe agua y excluye a los iones de Na, la solución que rodea a las raíces se torna aún más salada, incrementando la probabilidad de pérdida de agua a través de las raíces. La sal puede incluso concentrarse tanto, que forma una costra alrededor de las raíces, bloqueando de modo efectivo la entrada de agua.

 Otro problema es que los iones de sodio pueden entrar en la planta con preferencia a los iones de K+

Sin embargo, algunas plantas -conocidas con el nombre de HALOFITAS- pueden crecer en medio salino, como desiertos, marismas y áreas costeras. Todas estas plantas han desarrollado mecanismos para sobrevivir en medios con alta concentración de sodio y para alguna de ellas el Na parece ser un nutriente necesario.

Las adaptaciones de las halófitas varían. En muchas de estas plantas, la bomba de Na-K parece desempeñar un papel importante en el mantenimiento de una baja concentración de Na dentro de las células, asegurando simultáneamente que una suficiente cantidad de potasio entre en la planta. En algunas especies, la bomba actúa principalmente en células de la raíz, bombeando sodio hacia el medio circundante y K hacia el interior de la raíz. Se piensa que la presencia de iones Ca ++ (en la solución del suelo) es esencial para el funcionamiento efectivo de este mecanismo.
La sal más frecuente es el ClNa, pero los suelos salinos pueden contener cantidades considerables de otras sales como: SO4Na2, SO4Mg, SO4Ca, Cl2Mg, ClK y CO3Na2.

La sensibilidad de las plantas a la salinidad del suelo es muy variable y en muchos casos la exposición a condiciones salinas puede inducir a las plantas a cierto grado de tolerancia. Entre las plantas cultivadas, las de remolacha, tomate, arroz, etc. son conocidas como relativamente tolerantes a salinidad. En cambio, leguminosas, plantas de cebolla, etc., son muy sensible

Otras halófitas captan sodio a través de la raíz pero lo secretan o lo aislan del citoplasma vivo (lo almacenan en vacuolas) del cuerpo de la planta. En la Salicornia, una bomba Na-K (o una variante de esta) actúa en las membranas de los vacuolas de las células foliares.

Los iones Na entran en la célula, pero inmediatamente son bombeados al interior del vacuola y aislados del citoplasma. En esas plantas la concentración de solutos de los vacuolos es superior a la del medio, estableciendo el necesario potencial osmótico para la entrada de agua a la raíz.

 En otros géneros, la sal es bombeada hacia los espacios intercelulares de la hoja y luego secretada al exterior por la planta.

En Distichlis palmeri (gramínea) la sal exuda a través de células especializadas (no los estomas) hacia la superficie de la hoja.

En Atriplex las sales concentradas por glándulas especializadas y bombeadas al interior de vejigas. Las vejigas se expanden a medida que la sal se acumula y, finalmente, estallan. La lluvia o la marea lavan la sal.

Se destaca que la resistencia a la salinidad de las halófitas y las glicófitas (la mayoría de las cultivadas), muy tolerantes, gastan energía en mantener un balance osmótico equilibrado y excluir, en ciertos casos, la entrada de iones. La energía extra, necesaria para compartimentalizar los iones (membrana - citoplasma - vacuola) y el uso de carbono con la finalidad de sintetizar solutos orgánicos para la regulación osmótica, explica en reducido crecimiento de las halófitas.

Según la evidencia actualmente disponible (Barceló et al. 1980), la adquisición de la capacidad de soportar altas concentraciones salinas, reside fundamentalmente en la operatividad de sistemas de transporte activo de Na+ en plasmalema o en tonoplasto, y sólo en menor medida, de la alta concentración de solutos en el citoplasma sobre el funcionamiento de los procesos metabólicos.

Otras condiciones extremas del suelo puede residir en sus posibles valores extremos de pH. Este, puede tener un efecto directo sobre la actividad de las permeasas de la raíz, o indirecto solubilizando elementos nutritivos o elementos tóxicos del suelo. La mayoría de las plantas crecen en un rango de pH entre 3 y 9. Cada planta requiere un pH óptimo para su crecimiento, pero este factor es muy cambiante en el suelo lo que hace que la planta deba soportar permanente ajustes y desajustes de este factor, cambiando temporalmente la disponibilidad para la planta de hierro, fosfato y otros nutrientes.

FITOREMEDIACION EN PUERTO MADERO BUENOS AIRES ARGENTINA ??? OBVIAMENTE A CARGO DE LA NATURALEZA

QUITOSANO

Es un resumen del trabajo de 

Chitosan in Plant Protection

Abdelbasset El Hadrami,1 Lorne R. Adam,1 Ismail El Hadrami,2 and Fouad Daayf1,*

El Quitosano exhibe una variedad de actividades antimicrobianas, que dependen del tipo de quitosano (nativo o modificado), su grado de polimerización, el anfitrión, el producto químico y / o composición de nutrientes de los sustratos, y las condiciones ambientales. En algunos estudios, se ha informado de quitosanos oligoméricos (pentámeros y heptameros) para exhibir una mejor actividad antifúngica que en las unidades más grandes. En otros, la actividad antimicrobiana se incrementó con el aumento en el peso molecular quitosano, y parece ser más rápido en hongos y algas que en las bacterias.

Contra las bacterias

 El quitosano inhibe el crecimiento de una amplia gama de bacterias.  Las concentraciones inhibidoras mínimas de crecimiento varían entre las especies de 10-1.000 ppm.

 Las sales de amonio cuaternario del quitosano, tales como N, N, N-trimetilquitosano, N-propil-N, N-dimetilquitosano mostraron ser eficaces en la inhibición del crecimiento y desarrollo de Escherichia coli, especialmente en medios ácidos.

 Del mismo modo, varios derivados de quitina y quitosano se muestran para inhibir la E. coli, Staphylococcus aureus.

Contra hongos

La actividad fungicida del quitosano se ha documentado contra diversas especies de hongos. Las concentraciones inhibidoras mínimas de crecimiento variaron entre 10 y 5000 ppm . La máxima actividad antifúngica del quitosano se observa a menudo alrededor de su pKa (pH 6,0).

Recientemente, dos investigadores Palma y Guerrero demostraron que el quitosano es capaz de permeabilizar la membrana plasmática de Neurospora crassa y mata a las células de una manera dependiente de la energía.

En general, el quitosano, aplicado a una tasa de 1 mg / ml, es capaz de reducir el crecimiento in vitro de un gran número de hongos, que tienen al quitosano como un componente de sus paredes celulares. Otra categoría de hongos que parece ser resistente al efecto antifúngico del quitosano, son los hongos entomopatógenos nematopatógenos que poseen actividad extracelular quitosanolitica

 Contra insectos

A medida que más y más derivados de quitosano (es decir, N-alquilo, N-bencilquitosano) están disponibles a través de síntesis química, sus actividades insecticidas se reportan . Veinticuatro nuevos derivados mostraron tener actividad insecticida significativa cuando se administra a una velocidad de 5 g · kg-1 en una dieta artificial.

 El derivado más activo, N- (2-cloro-6-fluorobencil) quitosano, causó 100% de mortalidad de las larvas y su LC50 se estimó en 0,32 g.kg-1.

  

Aunque el mecanismo de acción del quitosano en la reducción de enfermedades de las plantas no esta determinado con exactitud, hay evidencia que muestra su acción de quelación de nutrientes y minerales de los patógenos.

 Debido a sus propiedades de biopolímero, este compuesto también puede formar barreras físicas alrededor de los sitios de penetración de patógenos, evitando que se propague a los tejidos sanos.

Sus derivados bioactivos puede activar H + -ATPasas, despolarizante membranas biológicas y la inducción de otra serie de eventos.

El quitosano se sabe que inducen reacciones a nivel local y sistémico,  unas cascadas de señalizaciones, activación y acumulación de compuestos y proteínas antimicrobianas relacionados con la defensa.

 Actividad directa contra los patógenos

  La actividad directa de quitosano contra los virus y los viroides se demostro que varía según el peso molecular. Sin embargo, ninguno de los estudios que investigaron este efecto ha demostrado claramente la capacidad de quitosano en la inactivación de virus o viroides

  La mayoría informó sobre la inactivación de la replicación, que conduce a la interrupción de la multiplicación y propagación. Esto podría estar relacionado con el hecho de que tras la penetración en los tejidos vegetales, las nanopartículas de quitosano se unen fuertemente a los ácidos nucleicos y causan una variedad de daños e inhibiciones selectivas.

 Contra bacterias, hongos y otras plagas, es probable que el quitosano pueda operar indirectamente a través de otros medios tales como la mejora de la resistencia del huésped. Sin embargo, un número de estudios han demostrado que el quitosano, a concentraciones definidas, presenta propiedades antimicrobianas.

 El quitosano se utiliza a menudo en el control de enfermedades de las plantas como un elicitor potente en lugar de un agente antimicrobiano o tóxico directo. Su toxicidad directa sigue dependiendo de las propiedades tales como la concentración aplicada, el peso molecular, el grado de acetilación, disolvente, pH y viscosidad.

 El grado de acetilación define los sitios con los cuales  los grupos nucleófilos podrían reaccionar y la viscosidad proporciona un ambiente que podría extender la duración y la intensidad de las reacciones.

  Barrera física alrededor de los sitios de penetración de patógenos

 El quitosano cuando se aplica en los tejidos de las plantas, a menudo se aglutina alrededor de los sitios de penetración y tiene dos efectos importantes.

 El primero es el aislamiento del sitio de penetración a través de la formación de una barrera física para la prevención de la propagación de patógenos e invadir otros tejidos sanos. Este fenómeno se asemeja a las zonas de abscisión observadas a menudo en las hojas que impiden que varios patógenos necrotróficos se propaguen más.

 Quelación de nutrientes y minerales

 Los quitosanos son muy utilizados en el proceso de purificación de agua dulce y salada como quelantes de minerales y metales. Estas habilidades también son estudiadas cuando se aplica quitosano a las plantas para prevenir las enfermedades, ya que pueden secuestrar nutrientes y minerales de organismo patógenos (por ejemplo, Fe, Cu).

 También se informó que estas moléculas de polisacáridos ligan micotoxinas, lo que puede reducir el daño de los tejidos del huésped debido a las toxinas.

 Efecto sobre la Bomba (H +)-ATPasa y la despolarización de las membranas biológicas

Amborabé y colaboradores informaron sobre los primeros eventos que ocurren durante la estimulación de las defensas vegetales utilizando quitosano. Ellos mostraron que esta molécula era capaz de desencadenar, de una manera dependiente de la dosis, una despolarización rápida y transitoria de las membranas plasmáticas de células motoras. Estas modificaciones también fueron acompañadas por un aumento transitorio en el pH.

 El uso de vesículas de membrana de plasmáticas le permitieron a los autores determinar que este polisacárido tiene un efecto inhibitorio sobre la bomba ( H +) -ATPasa observado en el bombeo de protones y la actividad catalítica de la enzima.

 Se demostró que el quitosano también altera muchos otros procesos mediados por H +.

 Por ejemplo, la absorción de ciertos hidratos de carbono y aminoácidos fue alterado a causa de su dependencia de contransporte con los protones.